Escuela Agrícola Panamericana, Zamorano Departamento de Ambiente y Desarrollo Ingeniería en Ambiente y Desarrollo Proyecto Especial de Graduación Evaluación de microplásticos en almejas (Veneridae spp.) del Golfo de Fonseca, Honduras Estudiante Nicole Adriana Rivera Pasco Asesores Eric van den Berghe, Ph.D. José Fernando Tercero Iglesias, M.Sc. Honduras, agosto 2024 2 Autoridades SERGIO ANDRÉS RODRÍGUEZ ROYO Rector ANA M. MAIER ACOSTA Vicepresidenta y Decana Académica VICTORIA CORTÉS MATAMOROS Directora Departamento de Ambiente y Desarrollo HUGO ZAVALA MEMBREÑO Secretario General 3 Agradecimientos La presente investigación fue realizada gracias al apoyo del Comité para la Defensa de la Flora y Fauna del Golfo de Fonseca (CODDEFAGOLF). Por ende, cedo este espacio para agradecer por todo el apoyo brindado al equipo de CODDEFAGOLF, así como a la comunidad de Amapala y Pueblo Nuevo quienes brindaron acompañamiento, herramientas y conocimiento que facilitaron la recolección de datos. Sin su valioso apoyo logístico y coordinación local no habría sido posible llevar esta investigación a cabo. Asimismo, agradecer al laboratorio de Microbiología Ambiental, Ambiente y Desarrollo de la Escuela Agrícola Panamericana Zamorano, por facilitar la logística en la adquisición de recursos y espacios de trabajo. Mi profunda gratitud también a la Ing. Jasmina García quien me guío durante todo el proceso, siendo un pilar fundamental en la elaboración de esta investigación. Así como al Ing. Juan Carlos Carrasco quien junto con su mentoría y consejos hizo posible la superación de los obstáculos a lo largo del estudio. 4 Contenido Agradecimientos ..................................................................................................................................... 3 Índice de Cuadros ................................................................................................................................... 6 Índice de Figuras ..................................................................................................................................... 7 Índice de Anexos ..................................................................................................................................... 8 Resumen ................................................................................................................................................. 9 Abstract ................................................................................................................................................. 10 Introducción .......................................................................................................................................... 11 Materiales y Métodos ........................................................................................................................... 14 Área de Estudio ..................................................................................................................................... 14 Diseño y Alcance para el Diagnóstico de MPs ...................................................................................... 15 Etapa 1. Obtención de la Muestra ........................................................................................................ 16 Etapa 2. Conservación y Transporte de la Muestra .............................................................................. 17 Etapa 3. Análisis Biométrico .................................................................................................................. 18 Etapa 4. Prevención de la Contaminación ............................................................................................ 18 Etapa 5. Extracción del Tejido Blando ................................................................................................... 19 Etapa 6. Digestión Alcalina .................................................................................................................... 19 Etapa 7. Filtrado de las Muestras.......................................................................................................... 20 Etapa 8. Identificación y Clasificación de Microplásticos ..................................................................... 20 Etapa 9. Análisis de Datos ..................................................................................................................... 20 Resultados y Discusión .......................................................................................................................... 22 Comparación Entre Puntos de Muestreo ............................................................................................. 23 Caracterización de MPs en Veneridae spp. .......................................................................................... 25 Correlación Entre los Parámetros Biométricos de Veneridae spp. ....................................................... 30 Relación Entre los Parámetros Biométricos y la Cantidad Total de MPs .............................................. 31 5 Conclusiones ......................................................................................................................................... 33 Recomendaciones ................................................................................................................................. 34 Referencias ............................................................................................................................................ 36 Anexos ................................................................................................................................................... 44 6 Índice de Cuadros Cuadro 1 Cantidad y concentración de microplásticos en Veneridae spp. en los tres puntos de muestreo (S1, S2, S3) ............................................................................................................................ 24 7 Índice de Figuras Figura 1 Mapa del área de estudio en el Golfo de Fonseca .................................................................. 15 Figura 2 Etapas para la obtención y análisis de MPs ............................................................................ 16 Figura 3 Frecuencia de largo, altura, ancho, peso total y peso del tejido de Veneridae spp. .............. 22 Figura 4 Comparación de concentración de MPs entre puntos de muestreo (p > 0.05) ..................... 23 Figura 5 Fotografías de diferentes tipos de MPs encontrados ............................................................ 26 Figura 6 Porcentaje según el morfotipo de los MPs encontrados en Veneridae spp. en cada punto de muestreo ............................................................................................................................................... 26 Figura 7 Porcentaje según el morfotipo de los MPs encontrados en Veneridae spp. en cada punto de muestreo ............................................................................................................................................... 27 Figura 8 Colores de los MPs encontrados en Veneridae spp. .............................................................. 28 Figura 9 Red hídrica de abastecimiento del Golfo de Fonseca ............................................................ 30 Figura 10 Gráfico de dispersión y correlación de spearman para los parámetros biométricos vs. MPs, A) MPs vs. largo; B) MPs vs. peso total; C) MPs vs. altura; D) MPs vs. peso del tejido; E) MPs vs. ancho .............................................................................................................................................................. 31 8 Índice de Anexos Anexo A Coordenadas de los puntos de muestreo en el Golfo de Fonseca. ....................................... 44 Anexo B Características morfológicas de Veneridae spp. en tres puntos de muestreo (S1, S2, S3) .... 45 Anexo C Histograma de frecuencias y gráfico de cajas de los valores obtenido para largo, altura, ancho, peso total y peso del tejido de Veneridae spp. ..................................................................................... 46 Anexo D Diagnóstico de supuesto de normalidad y homogeneidad de la variable cantidad ............. 47 Anexo E Concentración, cantidad y rango de MPs en moluscos bivalvos reportados en diferentes publicaciones ........................................................................................................................................ 48 Anexo F Cantidad de MPs de acuerdo con morfotipo en los tres puntos de muestreo (S1, S2, S3) .... 49 Anexo G Porcentaje de MPs de acuerdo con morfotipo en los tres puntos de muestreo (S1, S2, S3) 50 Anexo H Cantidad de MPs de acuerdo con coloración en los tres puntos de muestreo ..................... 51 Anexo I Porcentaje de coloración de los MPs encontrados en los tres puntos de muestreo (S1, S2, S3) .............................................................................................................................................................. 52 Anexo J Colores de los MPs encontrados en Veneridae spp. en los tres puntos de muestreo (S1, S2, S3) ......................................................................................................................................................... 53 Anexo K Colores de los MPs encontrados en Veneridae spp. en los tres puntos de muestreo (S1, S1, S3) ......................................................................................................................................................... 54 9 Resumen La presciencia de microplásticos en ecosistemas marinos ha causado preocupación global debido a la biacumulación de los mismos en la cadena trófica, representando un riesgo para la salud de los ecosistemas y el bienestar humano. En esta investigación se documentó la presencia de microplásticos en Veneridae spp. del Golfo de Fonseca, Honduras. Las muestras analizadas fueron sometidas a un proceso de digestión alcalina con hidróxido de potasio (KOH) al 10%, sumado a un periodo de incubación por 5 días a 60 °C para su posterior filtrado. Se detectó presencia de microplásticos (MPs) en los 48 ejemplares de almejas analizados. Las fibras (77%) fueron el morfotipo de microplástico más abundante, seguido de las películas (19.7%) y fragmentos (3.3%). Se identificaron MPs de coloración azul, incolora, roja, verde, negra, morada, rosa y naranja, predominando los incoloros en un 69.2%, seguido de los azules con un 20.2%. Se descartó una relación entre la cantidad de MPs y los parámetros biométricos, demostrando que no existe influencia de dicho contaminante en el desarrollo fisiológico de los bivalvos. No se encontró diferencias signficativas en la cantidad de MPs entre los puntos muestreados (Isla de la Vaca, Isla La Montosa y Playa del Burro). Además, la concentración promedio de MPs fue de 6.93 partículas g-1, representando una ingesta de 653 MPs por 100 g de almejas consumidas. Los resultados de esta investigación demuestran la importancia del monitoreo continuo, así como la identificación de las posibles fuentes de contaminación para la aplicación de medidas regulatorias en la deposición final de residuos. Palabras clave: bioacumulación, biomonitoreo, seguridad alimentaria 10 Abstract The presence of microplastics in marine ecosystems has caused global concern due to their bioaccumulation in the food chain, representing a risk to ecosystem health and human well-being. This research documented the presence of microplastics in Veneridae spp. from the Gulf of Fonseca, Honduras. The analyzed samples were subjected to an alkaline digestion process with 10% potassium hydroxide (KOH), followed by a 5-day incubation period at 60°C before filtration. Microplastics (MPs) were detected in all 48 clam specimens analyzed. Fibers (77%) were the most abundant microplastic morphotype, followed by films (19.7%) and fragments (3.3%). MPs were identified in blue, colorless, red, green, black, purple, pink, and orange, with colorless being the most predominant at 69.2%, followed by blue at 20.2%. No relationship was found between the quantity of MPs and biometric parameters, demonstrating that this contaminant does not influence the physiological development of the bivalves. There were no significant differences in the quantity of MPs between the sampled sites (Isla de la Vaca, Isla La Montosa, and Playa del Burro). Additionally, the average concentration of MPs was 6.93 particles g-1, representing an intake of 653 MPs per 100 g of clams consumed. The results of this research highlight the importance of continuous monitoring, as well as identifying potential sources of contamination, to implement regulatory measures in the final disposal of waste. Keywords: bioaccumulation, biomonitoring, food safety 11 Introducción En la actualidad el plástico se ha convertido en un material común e indispensable dentro de nuestras sociedades (Castañeta et al., 2020). Las características propias del plástico tales como su versatilidad, liviandad y resistencia, así como sus bajos costos de adquisición, han contribuido a que en los últimos años se haya visto un constante incremento en su demanda (Andrady, 2011). Para el 2021 el aumentó en su producción mundial fue de un 4%, representando un total anual de 390 millones de toneladas (PlasticsEurope, 2022). Esta cantidad de plástico se convierte en una amenaza para los ecosistemas al presentar resistencia ante la degradación (J. Wang et al., 2016). Los plásticos tardan alrededor de 180 años en degradarse (López-Aguirre et al., 2020), facilitando su permanencia dentro de los mismos. La constante exposición de este material a la radiación ultravioleta del sol causa una oxidación en la estructura química de los polímeros generando su fragmentación en pequeñas partículas (Castañeta et al., 2020). Dichas partículas son conocidas como microplásticos (MPs), siendo estas menores a 5 mm en tamaño (Arthur et al.). Sus dimensiones y durabilidad facilitan su dispersión en ecosistemas terrestres y acuáticos, representando una amenaza para la flora y fauna silvestre. La contaminación por MPs es una problemática ambiental de gran preocupación e importancia a nivel mundial (Vaid et al., 2021). La mayoría de los plásticos son desechados sobre tierra, pero, debido a factores como los desbordamientos de aguas pluviales y residuales, llegan a contaminar los cuerpos de agua mediante el arrastre de estas partículas (Schernewski et al., 2020). Es así como el ingreso de contaminantes a los ecosistemas no solo facilita su movilización a nivel abiótico, sino también, y principalmente, a nivel biótico. Esto se debe a que las partículas suspendidas de dicho contaminante son ingeridas por los organismos marinos, siendo acumuladas en los tejidos adiposos en un proceso conocido como bioacumulación (Pereira et al., 1992). La bioacumulación es un término empleado en toxicología para definir el proceso por el cual se da una acumulación de contaminantes en los tejidos biológicos de los organismos vivos (W. X. Wang y Fisher, 1999). Esta ocurre cuando los compuestos no pueden ser metabolizados ni excretados, 12 resultando en su absorción y almacenamiento con mayor anterioridad (Landrum y Fisher, 1999). Estos, además de ser acumulados, son transferidos a través de las cadenas tróficas, ya que la acumulación de sustancias aumenta progresivamente y se transfiere a los distintos niveles tróficos (Popek, 2018). Aunque en la mayoría de los casos este proceso no representa una amenaza, ya que las sustancias no se absorben en cantidades nocivas,, puede llevar a una posterior amplificación del contaminante a través de la red trófica (Stoker, 1981). Esto podría resultar en un posible desbalance dentro de los ecosistemas y afectar la salud humana. Los microplásticos se han comenzado a contemplar como una amenaza para la inocuidad de los alimentos (Usman et al., 2020). Se estima que la cantidad de MPs ingeridos por una persona a través de los alimentos puede llegar a ser de 52,000 MPs/año, cantidad que aumenta en zonas de elevado consumo de pescado y mariscos (Cox et al., 2019). La proporción dietética influye en las concentraciones de exposición y ello en los efectos que pueda tener sobre la salud humana (Smith et al., 2018). La probabilidad de exposición de MPs en la dieta humana aumenta con el consumo de mariscos, moluscos bivalvos y peces pequeños, ya que son ingeridos enteros (Kershaw y Rochman, 2015). Entre los principales efectos adversos de los MPs en la salud humana se ha reportado una mayor respuesta inflamatoria, toxicidad en relación con el tamaño de las partículas, absorción de contaminantes químicos, y alteración de la comunidad microbiana intestinal (Wright y Kelly, 2017). Los microplásticos han sido identificados en muchas especies marinas pertenecientes a diferentes grupos taxonómicos, demostrando la ubicuidad del contaminante dentro de los ecosistemas marinos (Parolini et al., 2023). Especies filtradoras como los moluscos han sido señaladas como bioindicadores óptimos de contaminación en medios acuosos (Markert et al., 2002; Outa et al., 2020). Esto se debe a su estrategia de alimentación, la cual consiste en la captación de sustancias diluidas con la finalidad de extraer los nutrientes retenidos en estas, incorporándolos de esta forma en sus tejidos. Los moluscos bivalvos, por ejemplo, han sido ampliamente utilizados como bioindicadores de contaminación debido a su comportamiento ecológico y características biológicas 13 (J. Ding et al., 2021). Su escasa o nula inmovilidad, su capacidad de concentrar tanto contaminantes orgánicos así como metales pesados, su limitada metabolización de los contaminantes acumulados, así como su amplia distribución y abundancia geográfica los han vuelto una herramienta indispensable en el monitoreo por contaminación ambiental (Hamza-Chaffai, 2014). Los bivalvos por ser una fuente rica en nutrientes (alto contenido de proteína, aminoácidos de gran calidad y ácidos grasos poliinsaturados) representan un sector de gran importancia comercial a nivel mundial, registrando un incremento en su cosecha de 8.3 millones a 15.9 millones de toneladas entre 2000 y 2018, lo que representa un aumento del 90% en la cosecha anual mundial (Food and Agriculture Organization [FAO], 2020). Este incremento en el consumo de bivalvos ha generado una alerta en la seguridad alimentaria, siendo crucial la evaluación de una posible acumulación de contaminantes en dichos organismos con el propósito de asegurar la salud de los consumidores. Para reducir riesgos es necesario alertar a los consumidores y pescadores de las zonas afectadas (Crovato et al., 2019). En Honduras distintas regiones dependen económicamente de la actividad pesquera, siendo este el caso del Golfo de Fonseca en donde se da la mayoría de la explotación comercial de moluscos y crustáceos. La captura de peces, crustáceos y bivalvos en la zona superan las 4,090 toneladas métricas anualmente (Soto, 2012). El mercado principal son los intermediarios, quienes se encargan de vender el producto a las pescaderías o supermercados de Tegucigalpa (Martínez y Bravo, 2013). El propósito de esta investigación fue el diagnosticar la presencia de microplásticos en almejas del Golfo de Fonseca. Para ello se llevaron a cabo los siguientes objetivos específicos: a) Comparar la abundancia de microplásticos en el tejido blando de Veneridae spp. en distintas ubicaciones geográficas del Golfo de Fonseca, b) Caracterizar el contenido de microplásticos del tejido blando de Veneridae spp. del Golfo de Fonseca y c) Determinar la relación entre la presencia de microplásticos en el tejido blando y los parámetros biométricos de Veneridae spp. del Golfo de Fonseca. 14 Materiales y Métodos Área de Estudio El estudio se llevó a cabo en el Golfo de Fonseca, ubicado en el departamento de Valle, Honduras. Este se encuentra ubicado en el Pacífico de Centroamérica, constituido por una superficie de agua con un área de 2,210 km2 y una línea litoral de 439.85 km compartida por tres países: Nicaragua, Honduras y El Salvador, abarcando la costa hondureña un total de 253.4 km (González Bermúdez et al., 2016). El muestreo para el primer y segundo objetivo se realizó en la Isla del Tigre y la Isla Zacate Grande. La selección de los puntos de muestreo se basó en un informe previamente realizado por el Comité para la Defensa y Desarrollo de la Flora y Fauna del Golfo de Fonseca (CODDEFFAGOLF): “Protocolo para el Monitoreo y el Establecimiento de Ensayos de Cultivos de Bivalvos”, que propone distintas localidades para su monitoreo continuo. Dentro de las áreas propuestas se seleccionaron tres, considerando la abundancia de la especie de interés. El primer punto se ubicó en la Isla de la Vaca (S1) y los siguientes dos fueron extraídos de la Isla La Montosa (S2) y Playa del Burro (S3), ubicados en la Isla del Tigre (Figura 1). Los ejemplares del tercer objetivo fueron recolectados en la comunidad de Pueblo Nuevo. Esto se hizo por la facilidad de encontrar una mayor variedad de ejemplares de gran tamaño. 15 Figura 1 Mapa del área de estudio en el Golfo de Fonseca Diseño y Alcance para el Diagnóstico de MPs Se realizó una comparación entre sitios de muestreo con respecto a la cantidad de microplásticos encontrado en el tejido blando (todo el cuerpo excepto la concha) de Veneridae spp. A su vez, se determinó la relación entre la cantidad de microplásticos encontrados en cada individuo muestreado y sus parámetros biométricos (longitud, ancho, altura, peso total, peso del tejido). La metodología utilizada para dicho proceso se muestra en la Figura 2, en donde se establecen nueve etapas en secuencia: desde la extracción de muestras hasta la recolección de datos. 16 Figura 2 Etapas para la obtención y análisis de MPs Etapa 1. Obtención de la Muestra La investigación se realizó en colaboración con CODDEFFAGOLF; una organización no gubernamental en Honduras quien trabaja para la protección del medio ambiente, enfocada específicamente en dicho sector. CODDEFFAGOLF realiza monitoreos mensuales a los puntos anteriormente mencionados; por lo que el muestreo se llevó a cabo durante los días 23 y 24 de enero del 2024. 17 Las muestras fueron recolectadas con el apoyo de cuatro mujeres marisqueras pertenecientes a la comunidad de Amapala. Los ejemplares recogidos fueron de la familia Veneridae spp., también conocidas localmente como almejas. La identificación se hizo mediante iNaturalist considerando otros reportes similares en la zona. Se tenía previsto trabajar con la especie Anadara tuberculosa pero la pigmentación oscura característica del individuo imposibilitó la observación de microplásticos. Para el primer y segundo objetivo se utilizaron parcelas, las cuales fueron seleccionadas por conveniencia considerando la topografía del terreno, así como la facilidad de acceso, ubicándose un cuadrante de 4 × 4 m (16 m2) mediante el uso de una cinta métrica y estacas. Para la colecta de las muestras se estipuló un período de 20 minutos en donde se hizo una recolecta manual, extrayendo todo lo que se encontraba dentro de dicho cuadrante en el tiempo propuesto. Se recolectaron 10 ejemplares en cada punto de monitoreo, obteniéndose un total de 30 muestras. La selección consistió en usar los ejemplares de mayor tamaño en cada sitio buscando, a su vez, que las muestras fueran homogéneas en tamaño entre los tres sitios. Los datos fueron utilizados para comparar la presencia de microplásticos en el tejido blando de los ejemplares de almejas en los distintos puntos de monitoreo. En cuanto al objetivo tres, para determinar la relación entre la presencia de microplásticos y los parámetros biométricos se recolectaron un total de 18 muestras, las cuales fueron recolectadas por mujeres aledañas a la zona. Las muestras fueron agrupadas arbitrariamente en cuatro grupos de acuerdo con su talla, obteniéndose cuatro niveles con diferencia entre tamaños, contando con cinco individuos por grupo. Se tenía previsto un total de 20 ejemplares, sin embargo, durante el proceso se descartó una muestra del nivel 1 y 3 ya que al abrirlas no contaban con tejido, sino con sedimento. Etapa 2. Conservación y Transporte de la Muestra Las muestras fueron colocadas en bolsas plásticas, rotuladas de acuerdo con el punto de captura. Después de su recolección fueron colocados en una hielera a temperatura ambiente para su posterior transporte. Las muestras fueron llevadas al Herbario de la Escuela Agrícola Panamericana, 18 Zamorano, en donde fueron organizadas por lotes siendo almacenadas a -20 °C y procesadas según la capacidad del Laboratorio de Microbiología Ambiental del Departamento de Ambiente y Desarrollo de Zamorano. Las muestras fueron analizadas en lotes de 10 ejemplares considerando el punto de muestreo y en lotes de 4 a 5 bivalvos de acuerdo con el nivel. Etapa 3. Análisis Biométrico Se registró el ancho (mm), longitud (mm), alto (mm), peso total (caparazón + tejido blando, g) y el peso del tejido blando (g) de cada individuo. Para ello se utilizó un calibrador vernier y una balanza electrónica (precisión de 0.1 g), respectivamente. Las mediciones fueron realizadas en laboratorio estando las muestras congeladas a excepción del peso total y el peso del tejido blando en donde la medición se hizo después del periodo de descongelamiento. Los parámetros biométricos fueron medidos con la finalidad de conocer las características de las muestras recolectadas además de ser utilizados como base para el análisis de correlación, considerándose como variables indicadoras de desarrollo fisiológico. Etapa 4. Prevención de la Contaminación Antes y durante la extracción de microplásticos se tomaron diversas medidas para evitar una posible contaminación aérea y cruzada. Las operaciones fueron realizadas haciendo uso de guantes de hule desechables, lo cuales fueron cambiados reiteradas veces. La realización de cada etapa fue realizada en el menor tiempo posible de exposición al aire. Además, se evitó, en lo posible, el uso de equipos plásticos durante todo el procedimiento. El proceso de filtración fue realizado en una cámara de flujo, previamente desinfectada, con el fin de evitar cualquier tipo de contaminación. De igual forma, se colocaron dos filtros de celulosa por cada lote con la finalidad de descartar una posible contaminación externa. Al encontrarse MPs en los filtros de celulosa se decidió tapar individualmente los embudos büchner con un vidrio de reloj, el cual solo fue retirado al verter la muestra y extraer el filtro. 19 Se contó con un protocolo de desinfección para todos los materiales de vidrio y metal utilizados. Estos fueron previamente lavados con agua del grifo y jabón, siendo enjuagadas tres veces con agua destilada. Después fueron envueltos en papel aluminio y colocados en la autoclave para ser esterilizados a 121 °C por 15 minutos. En el caso de los materiales de plásticos, se seleccionaron los que menor desgaste presentaban. Se lavaron con agua del grifo y jabón, enjuagándose tres veces con agua destilada al final. Etapa 5. Extracción del Tejido Blando Antes de iniciar el proceso, las muestras fueron dejadas en reposo a temperatura ambiente por 40 minutos con la finalidad de permitir su descongelamiento y facilitar el procedimiento. Esto permitió que las valvas de los individuos descongelados se abrieran parcialmente y con ayuda de pinzas se cortaron las impresiones musculares, extrayendo el tejido blando por completo. Dichas disecciones se hicieron en un vidrio de reloj. Posteriormente, el tejido fue trozado empleando una tijera quirúrgica, con la finalidad de disminuir el área de reacción y facilitar la digestión. Etapa 6. Digestión Alcalina La metodología empleada fue adecuada de acorde a las condiciones y recursos disponibles en laboratorio, realizándose pruebas preliminares con ejemplares de práctica. Considerando la técnica propuesta por Dehaut et al. (2016), cada tejido extraído fue sometido a una solución alcalina de K(OH) al 10%, e incubado a 60 °C. De acuerdo con Zou et al. (2019) dicho método es el que tiene menor influencia en la intensidad de fluorescencia y morfología de los microplásticos, demostrando, a su vez, una mayor tasa de recuperación de MPs. El volumen de sustancia agregado estuvo basado en una relación peso-volumen de 1:4. Debido a que el K(OH) es una sustancia corrosiva para los metales al contacto con el aire se elaboró un horno casero. Este estuvo constituido de una caja de cartón y una secadora de frutas Intertek Magic mill®. Para asegurar de que el horno mantuviera la temperatura correcta se abrió un orificio con el fin de ingresar un termómetro y monitorear la temperatura en grados Celsius (°C). El horno fue utilizado 20 luego de alcanzar una temperatura estable de 60 °C. Además, mediante ensayos preliminares se estipuló un período óptimo de incubación de 5 días para completar la digestión del tejido biológico. Etapa 7. Filtrado de las Muestras La solución digerida fue filtrada mediante el filtro ADVANTEC™ GC-50, con un poro de 1.2 μm, utilizándose el método de filtrado al vacío. Después del filtrado se dejaron reposar los filtros entre 24- 48 horas para eliminar el exceso de humedad y facilitar su observación al disminuir la pigmentación. Los filtros fueron observados con un microscopio estereoscópico con una magnificación de 4x a 40x. Etapa 8. Identificación y Clasificación de Microplásticos Se realizó una caracterización visual de los MPs considerando su clasificación de acuerdo con la forma y color observado. Se realizó una observación general de cada filtro con una magnificación de 4x, posterior a ello se escaneo la muestra tres veces con magnificaciones de 10x a 40x, siguiendo un movimiento de izquierda a derecha. Para facilitar la identificación se utilizó un bisturí de punta fina. Se identificaron como microplásticos todos aquellos elementos que presentaban características visuales similares a materiales plásticos, como con colores vibrantes o brillosos y que además no se rompieran fácilmente al ser manipulados por el bisturí. Ejemplares de cada morfotipo encontrado fueron fotografiados. Etapa 9. Análisis de Datos La comparación de la cantidad de MPs entre puntos de muestreo fue obtenida mediante una prueba de Análisis de la Varianza (ANOVA) de una vía. Para determinar la relación entre los parámetros biométricos y la cantidad de MPs se aplicó una correlación de Spearman (Rho) debido a que los datos biométricos no presentan normalidad y homogeneidad de la varianza. Los análisis se realizaron, haciendo uso del software estadístico R, con un criterio de significancia de p < 0.05. Para la obtención de los datos sobre el número de partículas presentes en cada individuo analizado se utilizó el cálculo planteado por Bruzaca et al. (2022). De esta forma, para la concentración de MPs se tomó en cuenta el peso del tejido blando, utilizándose la ecuación 1: 21 𝐶𝑜𝑛𝑐𝑒𝑛𝑡𝑟𝑎𝑐𝑖ó𝑛 𝑑𝑒 𝑚𝑖𝑐𝑟𝑜𝑝𝑙á𝑠𝑡𝑖𝑐𝑜 = 𝑁ú𝑚𝑒𝑟𝑜 𝑑𝑒 𝑝𝑎𝑟𝑡í𝑐𝑢𝑙𝑎𝑠 𝑃𝑒𝑠𝑜 𝑑𝑒𝑙 𝑡𝑒𝑗𝑖𝑑𝑜 𝑏𝑙𝑎𝑛𝑑𝑜 [1] Trabajándose con dos unidades de medición: el número de partículas presentes en el tejido de cada individuo (MP ind-1) y la concentración de microplásticos por gramo de tejido blando (MP g- 1). La concentración calculada permitió estimar la exposición del consumidor al ingerir 100 g de carne de almeja. 22 Resultados y Discusión Se analizó un total de 30 muestras de Veneridae spp., obtenidas de tres puntos de muestreo, con un total de 10 individuos por punto. Dentro de sus parámetros biométricos se obtuvo que el peso total (PT) osciló entre los 5.46 y 13.85 g, siendo el peso promedio de 8.96 g. En cuanto al peso promedio del tejido blando se obtuvo especímenes dentro de un rango de 1.96 y 4.28 g, y un promedio de 2.96 g. El rango de tallas fue de 28 a 37.5 mm de longitud total, con una media de 32.04 mm. La altura obtuvo valores de entre 24 a 31 mm, y un promedio de 26.60 mm. En el ancho se identificó ejemplares de entre 13.75 a 21 mm, con un promedio de 16.97 mm (Figura 3). Encontrándose que las variables no siguen una distribución normal (Anexo C). Figura 3 Frecuencia de largo, altura, ancho, peso total y peso del tejido de Veneridae spp. Media = 32.04 Desviación estándar = 2.20 N = 30 Media = 26.60 Desviación estándar = 1.86 N = 30 Media = 16.97 Desviación estándar = 1.82 N = 30 Media = 8.96 Desviación estándar = 2.26 N = 30 Media = 2.96 Desviación estándar = 0.75 N = 30 23 Comparación Entre Puntos de Muestreo Se detectaron microplásticos en todas las muestras analizadas de Veneridae spp., identificándose un total de 578 micropartículas plásticas. La comparación se realizó mediante una prueba de Análisis de la Varianza (ANDEVA) de una vía. En la comparación de los tres puntos muestreados (S1, S2 y S3) se obtuvo un valor de probabilidad mayor al nivel de significancia (p = 0.24), por lo que los sitios de muestreo no presentaron diferencias significativas (p > 0.05) entre sí en cuanto a la cantidad de microplásticos (MP ind−1) (Figura 4). Esto pude deberse principalmente a que el Golfo de Fonseca presenta condiciones oceanográficas parecidas a un sistema estuarino. Los estuarios son cuerpos de agua parcialmente cerrados (Pritchard, 1967), con una circulación considerablemente influenciada por los límites laterales costeros (Schubel y Pritchard, 1972), generando una ralentización en el movimiento de las aguas. Por lo que, la retención hidráulica genera un contexto de homogeneidad dentro del Golfo. Figura 4 Comparación de concentración de MPs entre puntos de muestreo (p > 0.05) R2 = 0.03 p-value = 0.24 24 Los datos también demuestran una concentración moderada de MPs, en comparación con los reportados para bivalvos en otras publicaciones. La concentración de microplásticos en el tejido blando se encontró en un rango de 1.53 a 18.12 partículas g-1, siendo el promedio de 6.93 partículas g-1 (Cuadro 1). Contrastando con la investigación de Bruzaca et al. (2022) quienes mencionan un promedio de 3.66 partículas g-1 en Anomalocardia flexuosa. Mientras que, Cozzolino et al. (2021) en R. decussatus indican una concentración de 18.4 partículas g-1. Reportes como el de Naidu et al. (2022) señalan también concentraciones mayores de 55.04 partículas g-1 en Meretrix casta. Encontrándose un amplio rango de concentraciones de MPs (partículas g-1) en moluscos bivalvos de la familia Veneridae (Anexo E). Cuadro 1 Cantidad y concentración de microplásticos en Veneridae spp. en los tres puntos de muestreo Punto de muestreo Concentración de microplásticos (MP g-1) Cantidad de microplásticos por individuo (MP ind-1) Rango (MPs g-1) Isla la Vaca (S1) 6.35 ± 2.80 15.7 ± 6.45 2.64 - 11.76 Playa El Burro (S2) 5.36 ± 3.45 18.4 ± 10.34 1.53 - 13.23 Isla la Montosa (S3) 9.09 ± 4.37 23.7 ± 12.15 2.24 - 18.12 Promedio total 6.93 ± 3.93 19.27 ± 10.48 1.53 - 18.12 Nota. Datos con promedio y desviación estándar Por otra parte, considerando una concentración promedio de 6.93 partículas g-1 se estima que el consumidor estará expuesto en promedio a 653 microplásticos por la ingesta de una porción de 100 g de almejas. Actualmente es poca la información que se tiene sobre los efectos adversos que dichos contaminantes puedan tener sobre la salud humana (Ebrahimi et al., 2022; Prata et al., 2020; Smith et al., 2018; Yee et al., 2021). Existen marcos legislativos que establecen una dosis máxima de consumo permisible por contaminante (Commission Regulation (EU) 2023/915, 2023; CXS 193-1995, 1995/2023), sin embargo, la escasa información en MPs dificulta la delimitación de un rango de exposición, limitando la toma de decisiones. La toxicidad de los microplásticos se debe principalmente a los elementos que los constituyen (Campanale et al., 2020; Engler, 2012; Ockenden et al., 2022). Para la elaboración de plásticos se utilizan aditivos químicos con la finalidad de modificar las propiedades de los polímeros (por ejemplo: 25 estabilizadores, plastificantes, retardantes de fuego y colorantes) (Andrady y Neal, 2009), los cuales ante la degradación y fragmentación se lixivian a los ecosistemas (Do et al., 2022), teniendo efectos perjudiciales para los organismos (T. Ding et al., 2022; Liu et al., 2020). Por otro lado, la naturaleza lipófila de los MPs puede brindarles la capacidad de adsorber contaminantes de su entorno, agravando sus efectos adversos (O’Donovan et al., 2018). Ello supone una mayor amenaza al actuar como vectores de enfermedades (Hou et al., 2021; Viršek et al., 2017; Zhong et al., 2023) y sumideros de otros contaminantes peligrosos (metales pesados, contaminantes orgánicos persistentes, pesticidas, antibióticos y nanopartículas) (Gao et al., 2022). Siendo importante el evaluar los efectos tóxicos de los compuestos que los conforman, así como su capacidad de concentrar contaminantes externos. Asimismo, es importante considerar que, aunque la concentración del contaminante bioacumulado no exceda los límites permisibles, un aumento en la cantidad consumida puede aumentar el riesgo de intoxicación (Kroes et al., 2002; Odland et al., 2003). En este contexto, el foco de atención y preocupación son las comunidades costeras que dependen del recurso no solo como ingreso económico sino también como alimento de su canasta básica. De acuerdo con una encuesta realizada a pescadores del Golfo de Fonseca, el 48.07% de los encuestados señalaron que las capturas de pesca/marisquería son destinadas al autoconsumo (Rivero Rodríguez, 2021), simbolizando un riesgo para la seguridad alimentaria de las comunidades locales y los visitantes. Caracterización de MPs en Veneridae spp. La clasificación de microplásticos se realizó de acuerdo con forma y color. Se encontraron tres morfotipos de microplásticos: fibra, película y fragmento. Ejemplos de los MPs identificados se encuentran ilustrados en la Figura 5. Dentro de los tres puntos de muestreo, el morfotipo que tuvo mayor predominancia fueron las fibras (77.0%), seguido por las películas (19.7%) y, finalmente, los fragmentos (3.3%) (Figura 6). Otros estudios realizados en moluscos bivalvos también señalan una mayor presencia de microfibras plásticas en el tejido blando (Abidli et al., 2019; Naji et al., 2018). 26 Figura 5 Fotografías de diferentes tipos de MPs encontrados Nota. Las imágenes se tomaron directamente sobre el papel filtro bajo un microscopio estereoscópico. Las flechas indican fibras (A-C), películas (D-F) y fragmentos (G-I). Figura 6 Porcentaje según el morfotipo de los MPs encontrados en Veneridae spp. en cada punto de muestreo Esto concuerda con Mishra et al. (2019), quienes mencionan que las microfibras son la principal fuente de contaminación marina por microplásticos, identificando como origen de estos a 77.0% 19.7% 3.3% Fibra Pelicula Fragmento 27 los efluentes generados por el lavado doméstico de ropa sintética (Singh et al., 2020). Por otra parte, Zhang, Li, et al. (2021) sugiere que las actividades pesquero-marinas también simbolizan una fuente significativa de microplásticos, al promover la liberación de fibras sintéticas originarias de las redes de pesca. Los individuos del punto S1 presentaron un total de 9 fragmentos (6%), 46 películas (29%) y 102 fibras plásticas (65%); en el caso del punto S2 se contabilizaron 2 fragmentos (1%), 36 películas (20%) y 146 fibras (79%) y para el punto S3 se tuvo 8 fragmentos (8%), 32 películas (14%) y 197 fibras (83%) (Figura 7). La cantidad de fragmentos microplásticos encontrados en las muestras analizadas del sitio S1 y S3 fueron mayores que los encontrados en el punto S2 (Anexos F y G). Figura 7 Porcentaje según el morfotipo de los MPs encontrados en Veneridae spp. en cada punto de muestreo Los microplásticos detectados en las muestras analizadas presentaron una variedad de colores. Dentro de los cuales podemos encontrar: azul, incoloro, rojo, verde, negro, morado, rosa y naranja. La amplia gama de colores encontrados se respalda con la investigación de Gallagher et al. (2016), quienes mencionan que ello puede ser un indicador de la amplia variedad de fuentes de la que los microplásticos provienen. La coloración más recurrente fue la incolora (69.2%) y azul (20.2% 0% 10% 20% 30% 40% 50% 60% 70% 80% 90% 100% S1 S2 S3 Po rc en ta je (% ) Punto de muestreo Fibra Pelicula Fragmento 28 (Figura 8), siendo las fibras las que mayor predominancia de coloración incolora tuvieron. En otras investigaciones realizadas en moluscos, también se encontró una prevalencia en dicha coloración (Bruzaca et al., 2022; Naji et al., 2018; Villao Rodríguez, 2021). Esto puede ser producto de la degradación química, la cual genera cambios en las propiedades físicas de los microplásticos, como lo es la pérdida parcial o total de su coloración (Corcoran, 2022), siendo la coloración un indicador del origen del plástico y de su vida útil (Kabir et al., 2023). De igual forma, las características morfológicas y la composición química de los MPs pueden sentar las bases para posibles especulaciones sobre sus orígenes (T. Wang et al., 2019). Las películas son comúnmente atribuidas a las bolsas de plástico, así como las envolturas para alimentos (Sari Dewi et al., 2015). En cambio, las fibras pueden derivarse de elementos como la ropa sintética o las cuerdas utilizadas para actividades pesqueras (Šaravanja et al., 2022; Welden y Cowie, 2017). Figura 8 Colores de los MPs encontrados en Veneridae spp. El punto de muestreo que mayor MPs de coloración azul mostró fue el S1 con un total de 51 partículas (32%), siendo la de menor cantidad el punto S2 con 30 partículas (16%). Sin embargo, el punto de muestreo con mayor cantidad de partículas incoloras fue el S3 con un total de 183 MPs (77%), valor que se puede asociar a la cantidad de fibras encontradas en el mismo punto. Por otra parte, el punto S1 fue el que presentó una menor cantidad de micropartículas plásticas incoloras, con 20.2% 69.2% 4.5% 2.1% 1.9% 0.5% 0.3% 1.2% 0% 10% 20% 30% 40% 50% 60% 70% Azul Incoloro Rojo Verde Negro Morado Rosa Naranja Po rc en ta je (% ) Colores 29 76 MPs (48%). Los colores como el rosa (0.3%), morado (0.5%) y naranja (1.2%) se presentaron en mínimas cantidades. Solo en el punto S1 se visualizaron MPs de coloración rosada, los de color naranja solo se visualizaron en los puntos S1 y S3, mientras que en todos los puntos se observaron partículas moradas (Anexos H y I). Parte del origen de la problemática sobre la presencia de microplásticos en ecosistemas acuáticos son las frecuentes descargas de aguas residuales (Schell et al., 2021; Woodward et al., 2021). Encontrándose un aumento en la incidencia de microplásticos en los ríos de zonas urbanizadas (Wagner et al., 2019). Aunque aún no existe información suficiente sobre el transporte y distribución de los microplásticos dentro de los océanos (Sheela et al., 2022), se ha señalado que los ríos son las principales vías de transporte de microplásticos hacia el mar (Yuan et al., 2022). El Golfo de Fonseca, correspondiente al límite territorial hondureño, cuenta con cinco ríos que descargan sus aguas en él: río Goascoran, río Nacaome, río Choluteca, río Sampile y río Negro. Aunque hasta el momento no se hayan hecho evaluaciones sobre las concentraciones de MPs en los caudales de dichos ríos, es crucial tenerlos en cuenta al momento de identificar la procedencia del contaminante. Los ríos tributarios que abastecen al Golfo atraviesan algunas de las principales cuidades del centro y sur de Honduras, como lo es Tegucigalpa y Choluteca (Carrasco, J. C. y Montalván, C., 2023) (Figura 9). Esto somete a los ríos a fuertes presiones ambientales debido a que en sus márgenes se encuentran ubicados numerosos pueblos y cuidades, facilitando la entrada de contaminantes a través de las descargas directas de aguas negras (Ponce de Montoya, 2008). Una investigación realizada por Carrasco, J. C. y Montalván, C. (2023) señala que el mayor aporte de nutrientes inorgánicos en el Golfo de Fonseca proviene del río Choluteca, teniendo repercusiones en la calidad del agua. Si bien es cierto una alta carga inorgánica no es necesariamente símbolo de la presencia de microplásticos, demuestra el impacto de las actividades antropogénicas cuencas arriba, así como la ineficiencia de los tratamientos de aguas municipales. Esto puede dar un indicio de las zonas que presentan una mayor producción y descarga de MPs en el Golfo de Fonseca. 30 Figura 9 Red hídrica de abastecimiento del Golfo de Fonseca Correlación Entre los Parámetros Biométricos de Veneridae spp. Mediante la aplicación de la prueba no paramétrica de correlación de Spearman (rho) se demostró la relación entre los parámetros biométricos (longitud, peso total y peso del tejido) al observarse significancia estadística entre ambas variables. El coeficiente de correlación de Spearman obtuvo un valor de rho = 0.9636 para la relación longitud-peso total y, a su vez, mostró un valor de rho = 0.8856 para longitud-peso del tejido. Demostrando una relación lineal positiva fuerte entre las variables biométricas, lo que significa que a medida que la longitud aumenta el peso del tejido y el peso total incrementan. 31 Relación Entre los Parámetros Biométricos y la Cantidad Total de MPs No se encontró correlación entre las variables cantidad de MPs y parámetros biométricos en Veneridae spp. Obteniéndose un valor no significativo para las variables MPs vs. longitud (p = 0.6851), MPs vs. altura (p = 0.5655), MPs vs. ancho (p = 0.9772), MPs peso total (p= 0.6674) y MPs vs. peso del tejido blando (p = 0.6975) (Gráfica 10). Los coeficientes de correlación obtenidos demuestran una correlación nula entre las variables propuestas. Figura 10 Gráfico de dispersión y correlación de spearman para los parámetros biométricos vs. MPs, A) MPs vs. largo; B) MPs vs. peso total; C) MPs vs. altura; D) MPs vs. peso del tejido; E) MPs vs. ancho Los valores de p demuestran que a pesar de las altas concentraciones de microplásticos encontradas estas no influyen en el desarrollo fisiológico de los organismos muestreados. Otras A) Rho = 0.10 P-value = 0.69 B) Rho = 0.11 P-value = 0.67 C) Rho = 0.15 P-value = 0.57 D) Rho = 0.10 P-value = 0.70 E) Rho = - 0.01 P-value = 0.98 32 investigaciones realizadas en moluscos también han descartado la posible relación entre el desarrollo fisiológico, evaluado a través de los parámetros biométricos, y la ocurrencia de microplásticos (Oliveira et al., 2024; Villao Rodríguez, 2021). Estudios en otros organismos como los peces también han demostrado que no existe relación entre ambas variables (Flores Piguave, 2022; Lino Domínguez, 2019; Mazariegos Ortíz et al., 2021). Sin embargo, es importante evaluar como el grado y tiempo de exposición pueda llegar a ocasionar un daño en el organismo. Los plásticos son un contaminante de degradación lenta, por lo que, sus efectos negativos pueden tardan en manifestarse (Chamas et al., 2020; Gewert et al., 2015). A diferencia de otras sustancias tóxicas los efectos adversos de los MPs dependerán, en gran medida, de sus constituyentes, al igual de como estos reaccionan entre sí y su entorno. En una investigación realizada por Abidli et al. (2023) encontraron que, ante la exposición a altas concentraciones de MPs de polietileno la tasa de filtración de la especie R. decussatus disminuía, influyendo de igual forma en el peso total de las almejas. Esto podría ser un indicador sobre a qué concentraciones se puede comenzar a ver efectos perjudiciales en dicha especie. Sin embargo, los posibles daños ocasionados por los MPs pueden variar de acuerdo con su composición, exposición y tamaño (Abad López et al., 2023; Lei et al., 2018; Zhang, Wen, et al., 2021). Lo que hace difícil llegar a conclusiones precisas considerando el contexto de un entorno natural. Por otra parte, Flores Piguave (2022) plantea la importancia de realizar una comparación de resultados por sexo, considerando la importancia de la salud y condición de las hembras para la preservación de la especie. En otras investigaciones realizadas en moluscos bajo condiciones controladas de laboratorio, se identificó que la exposición a altas concentraciones de microplásticos tiene efectos adversos en su reproducción (Gardon et al., 2018; Jiang et al., 2022; Sussarellu et al., 2016). 33 Conclusiones En la presente investigación se confirma la presencia de microplásticos en Veneridae spp. extraídas del Golfo de Fonseca, Honduras. Todas las muestras analizadas presentaron MPs, obteniendo una prevalencia del 100% e identificándose un total de 578 micropartículas plásticas. Los sitios (Isla de la Vaca, Isla La Montosa y Playa del Burro) no presentaron diferencias significativas entre sí en cuanto a concentración de MPs. Sin embargo, los valores encontrados se consideran altos, comparados con investigaciones realizadas en otras especies de moluscos; lo que permite reconocer a la especie Veneridae spp. como un potencial bioindicador para identificar los niveles de contaminación por microplásticos. El morfotipo de MPs más representativo en los tres puntos de muestreo fueron las fibras, representando el 77% de los microplásticos encontrados, identificándose como posible fuente de contaminación los efluentes generados por el lavado doméstico y las actividades pesquero-marinas. La diversidad de colores (azul, incoloro, rojo, verde, negro, morado, rosa y naranja) encontrados evidencia la variedad de fuentes de donde los microplásticos pueden originarse. Considerando una concentración promedio de 6.93 partículas g-1, una porción de 100 g de tejidos de almejas contiene un promedio de 653 microplásticos, cuyo potencial efecto para la salud humana requiere de mayor investigación. No se encontró correlación entre la cantidad de MPs y los parámetros biométricos. Esto indica que los individuos no se vieron influenciados por la presencia de microplásticos. No obstante, los resultados no aportan suficiente evidencia sobre el bienestar general de los individuos analizados. 34 Recomendaciones Continuar realizando estudios con diferentes especies de moluscos bivalvos de interés comercial, dada su repercusión en la seguridad alimentaria de las comunidades costeras. Considerando, a su vez, distintos puntos de muestreo en el Golfo de Fonseca como lo son las desembocaduras de los ríos: Goascorán, Nacaome, Choluteca, Sampile y Negro. Identificar las fuentes de origen utilizando la caracterización de MPs como punto de inicio. Exhortándose a las municipalidad y autoridades locales el reconocimiento de las fuentes principales de residuos sólidos generadoras de MPs, con la finalidad de crear un Programa de Gestión Integrada de Residuos Sólidos que reduzca la presencia e ingreso del contaminante a los ecosistemas. A nivel local, es necesario generar conciencia sobre la correcta disposición de los residuos, así como la importancia del reciclaje. Sin embargo, ello debe ir junto con un llamado de atención a las empresas generadoras de plástico, ya sea como producto primario o secundario, de un solo uso. Para la digestión del material biológico estudios previos hacen mención del uso de KOH al 10%, pero este reactivo es corrosivo para metales lo que puede generar daños a los hornos en la etapa de incubación debido a la liberación de gases. Por lo que, se recomienda la elaboración de un horno casero con la finalidad de evitar deterioros en el material de laboratorio. Aumentar el tamaño de la muestra con la finalidad de obtener un rango más amplio de tamaños, incluyendo ejemplares de menor tamaño, con la finalidad de obtener datos más precisos que permitan adquirir un mejor conocimiento sobre el comportamiento de ambas variables (cantidad vs. parámetros biométricos). Para futuras investigaciones se debe considerar, dentro de la evaluación de las propiedades físicas, el tamaño de los microplásticos presentes en las muestras analizadas. Esto permitirá profundizar sobre sus posibles vías de transporte y transferencia dentro de los ecosistemas y organismos. Además, se debe realizar un estudio más exhaustivo dentro de la misma área. Los análisis morfológicos o químicos empleando herramientas como el espectroscopio FT-IR (Espectroscopía 35 infrarroja por transformada de Fourier) evitan una posible identificación errónea de MPs al igual de proveer información sobre el tipo de polímero encontrado. Dicho análisis, además de reducir el sesgo, facilitará la identificación de su fuente de origen. 36 Referencias Abad López, A. P., Trilleras, J., Arana, V. A., Garcia-Alzate, L. S. y Grande-Tovar, C. D. (2023). Atmospheric microplastics: Exposure, toxicity, and detrimental health effects. RSC Advances, 13(11), 7468–7489. https://doi.org/10.1039/D2RA07098G Abidli, S., Lahbib, Y. y Trigui El Menif, N. (2019). Microplastics in commercial molluscs from the lagoon of Bizerte (Northern Tunisia). Marine Pollution Bulletin, 142, 243–252. https://doi.org/10.1016/j.marpolbul.2019.03.048 Abidli, S., Zaidi, S., Ben Younes, R., Lahbib, Y. y Trigui El Menif, N. 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(2022) Meretrix casta 55.04 32.15 - - Naidu et al. (2022) R. decussatus 18.4 21.9 - - Cozzolino et al. (2021) 49 Anexo F Cantidad de MPs de acuerdo con el morfotipo en los tres puntos de muestreo (S1, S2, S3) Punto de muestreo Fibra Película Fragmento Isla la Vaca (S1) 102 46 9 Playa El Burro (S2) 146 36 2 Isla la Montosa (S3) 197 32 8 50 Anexo G Porcentaje de MPs de acuerdo con el morfotipo en los tres puntos de muestreo (S1, S2, S3) Punto de muestreo Fibra Película Fragmento Isla la Vaca (S1) 65% 29% 6% Playa El Burro (S2) 79% 20% 1% Isla la Montosa (S3) 83% 14% 3% 51 Anexo H Cantidad de MPs de acuerdo con la coloración en los tres puntos de muestreo Punto de muestreo Azul Incoloro Rojo Verde Negro Morado Rosa Naranja Isla la Vaca (S1) 51 76 11 7 4 1 2 5 Playa El Burro (S2) 30 141 8 1 3 1 0 0 Isla la Montosa (S3) 36 183 7 4 4 1 0 2 52 Anexo I Porcentaje de coloración de los MPs encontrados en los tres puntos de muestreo (S1, S2, S3) Punto de muestreo Azul Incoloro Rojo Verde Negro Morada Rosa Naranja Isla la Vaca (S1) 32% 48% 7% 4% 3% 1% 1% 3% Playa El Burro (S2) 16% 77% 4% 1% 2% 1% 0% 0% Isla la Montosa (S3) 15% 77% 3% 2% 2% 0% 0% 1% 53 Anexo J Colores de los MPs encontrados en Veneridae spp. en los tres puntos de muestreo (S1, S2, S3) Color Porcentaje (%) Incoloro 69.2 Azul 20.2 Rojo 4.5 Verde 2.1 Negro 1.9 Naranja 1.2 Morado 0.5 Rosa 0.3 54 Anexo K Colores de los MPs encontrados en Veneridae spp. en los tres puntos de muestreo (S1, S1, S3) Puntos de muestreo Colores Incoloro Azul Rojo Verde Negro Naranja Morado Rosa Isla la Vaca (S1) 48.41% 32.48% 7.01% 4.46% 2.55% 3.18% 0.64% 1.27% Playa El Burro (S2) 76.63% 16.30% 4.35% 0.54% 1.63% 0.00% 0.54% 0.00% Isla la Montosa (S3) 77.22% 15.19% 2.95% 1.69% 1.69% 0.84% 0.42% 0.00%