Escuela Agrícola Panamericana, Zamorano Departamento de Ambiente y Desarrollo Ingeniería en Ambiente y Desarrollo Proyecto Especial de Graduación Efecto de prácticas agroecológicas en la microbiota del suelo en la Finca Agroecológica de Zamorano Estudiante Jader Gómez Tamayo Asesores Carolina Avellaneda Barbosa, Ph.D. Josué Anibal León Carbajal, Mtr. Jose Fernando Tercero, M.Sc. Honduras, agosto de 2023 2 Autoridades SERGIO ANDRÉS RODRÍGUEZ ROYO Rector ANA M. MAIER ACOSTA Vicepresidente y Decana Académica ERIKA TENORIO MONCADA Directora Departamento de Ambiente y Desarrollo HUGO ZAVALA MEMBREÑO Secretario General 3 Contenido Índice de Cuadros ................................................................................................................................... 5 Índice de Figuras ..................................................................................................................................... 6 Resumen ................................................................................................................................................. 7 Abstract ................................................................................................................................................... 8 Introducción ............................................................................................................................................ 9 Metodología .......................................................................................................................................... 12 Ubicación del Sitio de Estudio ............................................................................................................... 12 Elección de Tratamientos ...................................................................................................................... 12 Caracterización Físico Química de los Tratamientos ............................................................................ 13 Toma de Muestras de Suelo ................................................................................................................. 14 Identificación de Microorganismos ...................................................................................................... 15 Identificación de Hongos Filamentosos ................................................................................................ 16 Identificación de Bacterias .................................................................................................................... 17 Tinción de Gram .................................................................................................................................... 17 Diseño experimental ............................................................................................................................. 18 Análisis Estadístico ................................................................................................................................ 18 Resultados y Discusión .......................................................................................................................... 19 Caracterización del Suelo ...................................................................................................................... 19 Caracterización del Material de Cobertura ........................................................................................... 19 Identificación de Bacterias .................................................................................................................... 20 Cuantificación de Bacterias ................................................................................................................... 21 Identificación de Hongos ...................................................................................................................... 24 Cuantificación de Hongos ..................................................................................................................... 25 4 Conclusiones ......................................................................................................................................... 30 Recomendaciones ................................................................................................................................. 31 Referencias ............................................................................................................................................ 32 5 Índice de Cuadros Cuadro 1 Descripción de los tratamientos del estudio ................................................................ 13 Cuadro 2 Caracterización de suelo por textura y contenido de materia orgánica para cada tratamiento .................................................................................................................................. 19 Cuadro 3 Caracterización de materia seca incorporada por tratamiento en t/ha ....................... 20 Cuadro 5 Análisis de varianza para bacterias ............................................................................... 22 Cuadro 6 Prueba Duncan en bacterias por tratamiento .............................................................. 23 Cuadro 7 Prueba Duncan en bacterias por profundidad ............................................................. 24 Cuadro 8 Análisis de varianza en poblaciones de hongos ............................................................ 27 Cuadro 9 Prueba Duncan para hongos por tratamiento .............................................................. 28 Cuadro 10 Prueba Duncan en poblaciones de hongos por profundidad ..................................... 29 6 Índice de Figuras Figura 1 Finca Agroecológica de Zamorano ................................................................................. 12 Figura 2 Bacterias identificadas en los diferentes tratamientos en profundidades de 0 - 15 cm y 16 - 30 cm A: Bacillus spp, B: Spirillum spp, C: Cocobacilos ......................................................... 21 Figura 3 Recuento bacteriano de los diferentes tratamientos en diluciones de 106, 107 108 y 1010 a profundidad de 0 – 15 cm y 16 – 30 cm. ................................................................................... 22 Figura 4 Hongos identificados en los diferentes tratamientos A: Penicillium spp, B: Aspergillus spp, C: Trichoderma spp, D: Cladosporium spp. .......................................................................... 25 7 Resumen El suelo es un organismo vivo, ya que en él existe gran cantidad de microorganismos que tras su actividad favorecen a su formación y fertilidad. Por tal motivo, se está promoviendo la implementación de prácticas productivas amigables por medio de las cuales se beneficie la conservación y desarrollo de la actividad microbiana. El objetivo del presente estudio se basó en cuantificar e identificar las comunidades de bacterias y hongos tras la ejecución de prácticas agroecológicas en la Finca Agroecológica de Zamorano. El estudio se llevó a cabo aplicando cinco tratamientos, dentro de los cuales están la incorporación de abono verde al suelo, terreno en barbecho, agricultura convencional y un tratamiento control que es suelo de bosque. Se realizó un muestreo a dos profundidades de cada uno de los suelos, se prepararon medios de cultivo sintéticos para el aislamiento e identificación de bacterias y hongos. Como resultados del estudio se encontró que el control (bosque) presentó las poblaciones más altas tanto en hongos como en bacterias con valores de Log10 5.15 Colonias/g de suelo y Log10 11.53 UFC/ g de suelo, respectivamente. Luego están los tratamientos de agricultura de conservación con concentraciones entre Log10 4.99 Colonias/g de suelo y Log10 5.12 Colonias/g de suelo para hongos y Log10 11.31 UFC/g de suelo y Log10 11.33 UFC/g de suelo para bacterias. El tratamiento de agricultura convencional presentó las poblaciones microbiológicas más bajas con un total de Log10 4.68 Colonias/g de suelo para hongos y Log10 9.10 UFC/g de suelo para bacterias. Luego de realizar la cuantificación de microrganismos en los tratamientos, se comprobó que la agricultura influye en las poblaciones microbiológicas ya que el bosque tenía mayor abundancia microbiana. Palabras clave: Agricultura convencional, bacterias, hongos, microorganismos, poblaciones microbiológicas 8 Abstract Soil is a living organism, since it contains a large number of microorganisms whose activity favors its formation and fertility. For this reason, the implementation of friendly productive practices that benefit the conservation and development of microbial activity is being promoted. The objective of this study was to quantify and identify the bacterial and fungal communities after the implementation of agroecological practices in the Zamorano Agroecological Farm. The study was carried out by applying five treatments, including the incorporation of green manure to the soil, fallow land, conventional agriculture and a control treatment, which is forest soil. Each soil was sampled at two depths and synthetic culture media were prepared for the isolation and identification of bacteria and fungi. As results of the study it was found that the control (forest) presented the highest populations in both fungi and bacteria with values of Log10 5.15 colonies/g soil and Log10 11.53 CFU/g soil, respectively. Then there are the conservation agriculture treatments with concentrations between Log10 4.99 colonies/g soil and Log10 5.12 colonies/g soil for fungi and Log10 11.31 CFU/g soil and Log10 11.33 CFU/g soil for bacteria. The conventional agriculture treatment presented the lowest microbiological populations with a total of Log10 4.68 Colonies/g soil for fungi and Log10 9.10 CFU/g soil for bacteria. After the quantification of microorganisms in the treatments, it was found that agriculture influences the microbiological populations since the forest had a higher microbial abundance. Keywords: Bacteria, conventional agriculture, fungi, microbiological populations, microorganisms 9 Introducción El suelo es un recurso natural renovable, pero las prácticas agrícolas actuales provocan su deterioro a una velocidad mayor a la de su formación, por lo cual, está siendo considerado finito (Organización de las naciones unidas para la agricultura y la alimentación [FAO], 2015). Aunque el suelo se renueva por sí mismo, su capacidad de regeneración es bastante lenta, llegando a tardar desde cientos hasta miles de años en conformarse, puesto que su proceso de formación depende de factores como el clima, tiempo, acción de microorganismos y la descomposición del material parental (Organización de las Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación (FAO)., 2022a). Una vez se ha conformado un suelo, este poseerá una composición textural propia, la cual es dada por el material a partir del cual se originó, en combinación con la biodiversidad existente sobre él. Por esta razón, los suelos son considerados organismos vivos que cumplen con funciones importantes para el desarrollo de actividades productivas y cuando estos tienen la capacidad de conservar características como las propiedades físicas, químicas y buena actividad biológica se catalogan como saludables (Nadal Rocamora, 2016). La agricultura convencional ha estado generando graves afectaciones a la salud del suelo, las prácticas realizadas han hecho que se pierda suelo por diferentes causas. Dentro de estas se pueden mencionar: erosión hídrica, dada a la excesiva escorrentía superficial provocada por malas prácticas agrícolas, erosión eólica, pérdida de estructura, disminución en los nutrientes disponibles, pérdida de macro y microfauna. Además, se ven afectadas otras propiedades como la porosidad, el pH, la relación entre nutrientes y respiración basal (Acevedo et al., 2021). Por tal motivo, para conservar, mejorar y aumentar las propiedades de un suelo se ha estado impulsando la ejecución de actividades con enfoques ecológicos, teniendo como propósito establecer una producción agrícola integrada que permita su permanencia a través del tiempo. Según la (Organización de las Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación (FAO)., 2022b), la agroecología es un modelo productivo que puede ayudar a conservar los recursos naturales 10 y su biodiversidad. A esto se le suma la capacidad de proporcionar otros beneficios como la creación de microclimas, acumulación de materia orgánica, viéndose reflejado en la biota del suelo, tanto micro como macroscópica (Sánchez et al., 2012). Además, esto ayuda a crear resiliencia y adaptación a los fenómenos naturales causados por el cambio climático. “Los suelos son soporte indispensable de la vida sobre el planeta Tierra, pero lejos de ser una matriz de materiales inertes, son sistemas vivos y dinámicos” (Alvarez et al., 2018). Es por esto, que la diversidad biótica y macrobiótica en él, es de suma importancia para su salud, viéndose directamente relacionado con su capacidad productiva. Por tal razón, se ha buscado la manera de incrementar las poblaciones microbiológicas existentes en los suelos agrícolas, realizando múltiples prácticas con enfoques conservacionistas y ambientalistas; dentro de las cuales se emplean la labranza cero o mínima, siembra directa, cultivos de cobertura, policultivos, rotación de cultivos, dejar terrenos en descanso, entre otras. Una práctica realizada ha sido la aplicación e incorporación de material orgánico descompuesto en las áreas destinadas a la producción, obteniendo resultados positivos. Lo anterior queda evidenciado en un estudio realizado, donde se obtuvo como resultado el incremento de la biomasa del suelo y la respiración basal, siendo comparados con suelos sin estas aplicaciones (Nadal Rocamora, 2016). La alta biodiversidad de la fauna edáfica trae múltiples beneficios a los suelos y los cultivos, lo cual está demostrado por González García et al., (2021) en su investigación, lograron determinar que donde se encontraron plantas con mayor vigorosidad, existía una mejor condición del suelo, debido a la alta concentración y actividad de microorganismos. Morales et al., (2021), en su revisión bibliográfica encontraron como resultado que, los cultivos de cobertura diversificados mejoraban los procesos de absorción de nutrientes por los cultivos. Esto es debido al incremento de las poblaciones microbianas y su actividad, ya que mineralizaban los elementos nutricionales, haciéndolos asimilables para las plantas. Estos autores indican que existió diferencia estadística de abundancia entre bacterias y hongos, siendo mayor en las 11 bacterias. Mientras que Martínez et al., (2018) en su investigación realizada a nivel de laboratorio, encontraron que tras la aplicación de abonos orgánicos las poblaciones cambiaban a medida que pasaba el tiempo, siendo atribuida más a una reactivación de las poblaciones ya existentes en el suelo, encontrando que los abonos generaban condiciones favorables para su desarrollo a través del tiempo. La importancia de tener en consideración los factores ambientales propios de cada área, garantiza la estabilidad de cada uno de sus componentes naturales, enfatizando principalmente sobre la fauna y flora y como pueden influir en las poblaciones microbianas edificas. Estas se desarrollan de manera natural en los lugares que les proporcionan las condiciones ideales. Siguiendo este principio, Quintero García, (2021) comparó la existencia de hongos en suelos con diferentes usos, encontrando mayor diversidad en áreas con bosques nativos. Con base en estos principios ambientales se rige la agroecología, tratando de hacer que los sistemas productivos se asimilen a los sistemas naturales, ya que la diversidad existente arriba del suelo se ve reflejada abajo del mismo (Sánchez et al., 2012). Como se mencionó, se están realizando prácticas agrícolas que deterioran progresivamente la calidad del suelo, dejando como consecuencia una disminución en la productividad. Ante esto, surge la necesidad de implementar prácticas que ayuden en la recuperación del suelo a la vez que está siendo cultivado. Esto ayuda a comprender la importancia que tiene la aplicación de material orgánico al suelo, ya sea descompuesto o como abono verde y que las condiciones naturales propias de un área también influyen en la existencia y diversidad de poblaciones microbianas. Lo anterior permitió determinar el propósito de este trabajo definiendo como el objetivo general de este estudio, determinar el efecto de la implementación de las prácticas agroecológicas sobre la microbiota del suelo de la Finca Agroecológica de Zamorano. Para lograr el alcance de este objetivo se establecieron como objetivos específicos los siguientes: a) Cuantificar las poblaciones de hongos y bacterias existentes en el suelo en cuatro prácticas agrícolas; y, b) Identificar las poblaciones de hongos y bacterias, su abundancia y diversidad en el suelo, con respecto a las prácticas agrícolas. 12 Metodología Ubicación del Sitio de Estudio El estudio se llevó a cabo en la Finca Agroecológica de Zamorano, ubicada en el municipio de San Antonio de Oriente, a una distancia de 7 km de la Escuela Agrícola Panamericana El Zamorano, en la aldea Santa Inés. La finca tiene las coordenadas 13°59ʹ1ʺN, 86°58ʹ0ʺO, situada a la altura de 780 msnm, con una temperatura media de 24 °C y una precipitación anual promedio de 1,100 mm (Griffith y Rodriguez, 2014) citados por (Curimilma Ojeda, 2020). Figura 1 Finca Agroecológica de Zamorano Elección de Tratamientos Para la determinación de los tratamientos a estudiar, se realizó un recorrido por los diferentes lotes de la finca donde se ha realizado prácticas agroecológicas por varios años. Se tomó en 13 consideración el tiempo de intervención con las prácticas establecidas por lote. Para el estudio se eligió el lote de agricultura de conservación, ya que este es sobre el que se ha tenido control sobre las diferentes prácticas agroecológicas realizadas. El área de estudio se dividió en un total de cinco lotes, en cuatro lotes el suelo ha sido tratado con diferentes prácticas convencionales de producción agrícola y uno de ellos es suelo de bosque. Cada práctica fue tomada como un tratamiento para la investigación (Cuadro 1). Cuadro 1 Descripción de los tratamientos del estudio Tratamiento Características T1 Aplicación de cobertura de suelo con residuos de cosecha obtenidos del cultivo de maíz y frijol. T2 Aplicación residuos de cosecha y cobertura verde. T3 Barbecho de tres años. CR: Tratamiento 4 Prácticas de agricultura convencional ejecutadas en una unidad productiva continua a la finca. BQ: Control Suelo del bosque, el cual fue tomado como el tratamiento control. Caracterización Físico Química de los Tratamientos Para la caracterización de los lotes de estudio, se realizó la estimación de la cobertura vegetal, biomasa no descompuesta y rastrojos de los cultivos de la última cosecha en toneladas por hectárea. Para la estimación se colectó muestras y para esto se trazaron tres líneas diagonales en zigzag en los T1 y T2 de agricultura de conservación. Luego en el tercio medio de cada línea se tomaron las muestras. Como herramienta de aforo se utilizó un cuadrado de 1 × 1 m siendo este el método del botanal (Tothill et al., 1978). El material recolectado del T1 tuvo un peso de 0.56 kg/m2 y del T2 tuvo 0.63 kg/m2, ambos son en peso con contenido de humedad al momento de recolección del material. Para la cuantificación en materia seca, se tomaron muestras de 100 g del material de cobertura, se pusieron en el horno a una temperatura de 105 °C por 24 horas, luego se pesó, llevaron nuevamente al horno por 12 horas más y nuevamente se pesaron hasta obtener peso constante. En el T3 no se realizó aforo, ya que se encuentra en descanso, dejando que se desarrolle el barbecho. El CR 14 correspondiente a agricultura convencional, el cual se encontraba con un asocio de cultivos de maíz de 20 días y frijol de 60 días de sembrado. Por su parte BQ, cuenta con una cobertura de bosque seco tropical con algunos árboles maduros característico del área donde está ubicada la Finca Agroecológica de Zamorano. Para la cuantificación de la materia seca presente en los suelos de los T1 Y T2 se utilizó la Ecuación 1. 𝐻𝑢𝑚𝑒𝑑𝑎𝑑 % = (𝐶+𝑀𝐻)−(𝐶+𝑀𝑆) (𝐶+𝑀𝐻)−𝐶 × 100 [1] Donde: C = Peso de crisol MH = Peso de materia húmeda MS = Peso de materia seca Toma de Muestras de Suelo Para la obtención de las muestras de suelo se utilizó un barreno, bolsas de polietileno para la recolección de las muestras y traslado hacia laboratorio (100 g de suelo por cada muestra), marcador para identificación: el muestreo se realizó a dos profundidades (0 a 15 cm y 16 a 30 cm). Al momento del muestreo se midió la humedad del suelo utilizando un medidor de suelo de tres vías, el cual mide la humedad en un rango de 1 a 10. Cabe mencionar que las muestras fueron tomadas en temporada seca. Los sitios de muestreo se eligieron tomando como referencia puntos de aforo en los tratamientos de agricultura de conservación. En el tratamiento de agricultura convencional se hizo un recorrido conveniente, buscando los puntos con el mismo nivel de humedad del suelo a los encontrados en la finca agroecológica para disminuir error por variabilidad. En el bosque se eligieron los puntos considerando un área similar al de los tratamientos agrícolas considerando de igual manera que la humedad del suelo sea similar en todos los sitios muestreados. A cada tratamiento se le realizó 15 un análisis de suelo en el laboratorio para determinar la textura y contenido de materia orgánica. Estos parámetros se evaluaron con el propósito de relacionarlos en los resultados con la presencia de microbiota. Identificación de Microorganismos La identificación de hongos y bacterias se realizó por medio de un protocolo establecido por el laboratorio de Fitopatología de Zamorano. Este garantiza las condiciones asépticas del proceso. De igual manera permite obtener las condiciones necesarias para el crecimiento de los organismos deseados, dicho protocolo es el siguiente: Para iniciar con las diluciones se pesan 5 g de suelo seco y se afora hasta llegar a 50 mL de agua destilada estéril en un tubo Falcón, posteriormente se coloca la muestra en el orbital por 5 min/300 rpm, se obtiene la dilución 101. Con la ayuda de una pipeta estéril, se transfiere 1 mL del sobrenadante a un tubo que contenga 9 mL de agua destilada estéril (dilución 10-2). Se realizan diluciones seriadas de 1:10, es decir, se coloca 9 mL de agua destilada estéril y se añade 1 mL del tubo anterior hasta la dilución 10-7 debidamente rotuladas o hasta alcanzar la dilución a trabajar, en este estudio se llegó hasta 10-10. Se prepararon los medios de cultivo de Agar Nutritivo (AN), y Agar Papa Dextrosa (PDA), para la preparacion de 1 L de AN se utilizó: Agar Nutritivo en polvo, una balanza, recipiente para pesar el AN dos beaker de 1 L, dos magnetos, un calentador de agua, agua destilada y un agitador de laboratorio. Para la preparacion del medio de cultivo se puso a calentar agua destilada, se procedio a pesar 23 g de AN, se agregaron 490 mL de agua destilada en un beaker, se introdujo un magneto y se puso en el agitador, posteriormente se agregó poco a poco 11.5 g del AN para evitar generacion de grumos y espuma. Esto se dejo en agitación alrededor hasta ver una mezcla completamente homogénea, en el otro beaker se agregaron 490 mL de agua destilada, el magneto y los 11.5 g de AN faltantes, procedimiento exactamente la misma manera. El mismo procedimiento se ejecutó con la preparación del PDA, a diferencia que en lugar de agregar 490 mL de agua destilada, se agregaban 480 16 mL de agua destilada y en lugar de 11.5 g de AN de agregaban 19.5 g de PDA, este fue acidificado con 10 mL de ácido tartárico para inhibir el crecimiento de bacterias, el pH del medio de cultivo PDA al ser acidificado queda alrededor de 3.5. Luego esta preparación se llevó al autoclave a una presión de 121 psi, con una temperatura de 105 °C, por 30 minutos. Posteriormente, se dejaron enfriar los medios de cultivo a una temperatura que se pudieran manipular, se agregaron 25 mL por placa Petri, se deja hasta que gelifique quedando listos para realizar la siembra de microorganismos. Para realizar la siembra se aclimataron los platos Petri en la cámara de flujo laminar (se recomienda que sean tres por muestra). Los platos son rotulados con: nombre de la muestra, fecha, y dilución de la muestra. Se agita la muestra y de esta se toman 100 µL y colocándolos en el centro del medio de cultivo. Con la ayuda de un asa de “Digralsky” estéril se esparce la muestra en el medio de cultivo, hasta que sea absorbido por el medio de cultivo. Por último, se procede a sellar los medios con “Parafilm” e incubarlos a 27 °C. Por ultimo se observan los platos Petri a las 24 y 48 horas después de la siemrba, contando el número de hongos y bacterias encontrados. Para el recuento total de las poblaciones que crecieron se utilizó la Ecuación 2. 𝑈𝐹𝐶/𝑔 𝑠𝑢𝑒𝑙𝑜 = 𝑁° 𝑐𝑜𝑙𝑜𝑛𝑖𝑎𝑠×𝐹𝐷 𝑉𝑜𝑙.𝑚𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎 𝑠𝑒𝑚𝑏𝑟𝑎𝑑𝑎 [2] Dónde: FD = Factor de dilusión Identificación de Hongos Filamentosos Para la identificación de hongos se observó el crecimiento en el plato, observando la morfologia colonial de cada una de las placas, su elevación, borde y forma, luego se tomó una muestra del medio de cultivo Agar Papa Dextrosa (PDA) por sus iniciales en inglés, y se aisló en platos Petri de 35 mm. Una vez se desarrollado de manera aislada se tomó una pequeña muestra, se colocó sobre un portaobjetos, se le agregó una gota de azul de lactofenol y se observó en el microscopio. De está 17 manera se determinó; tipo de micelio, estructura y tipos de esporas como: conidios, conidióforos, basidiocarpos, pústulas, clamidiosporas, etc. Identificación de Bacterias Para la identificación de las bacterias en los medios de cultivos sintéticos se inicia por observar algunas características físicas de cada colonia, como lo es: elevación, forma, tamaño, color, borde, olor, densidad, consistencia(Bou et al., 2011).Ya que ciertas de estas caracteristicas son propias de algunas especies, además hay pruebas bioquímicas que permiten identificar con mayor precisión la especie en estudio. Tras la identificación principalmente por formas y color se realizó el aislamiento de las diferentes bacterias que crecieron. Para el aislamiento de las bacterias, la siembra se realizó con el método de “Frobisher”, luego de su crecimiento se tomó una colonia y se le realizó la tinción de “Gram”. Como último paso se procedió a observar en el microscopio a 40X, identificando por coloración y morfología de las bacterias, como cocos, cocobacilos, bacilos o espirilos. Tinción de Gram Las bacterias se clasifican en dos grupos, Gram positivas y Gram negativas la diferencia de estas radica en la estructura de la pared celular y como interactua con los colorantes utilizados. Las bacterias Gram positivas contienen una capa gruesa de peptidoglicano, tiñendose de color violeta, por su parte las Gram vegativas contienen una capa delgada del mismo compuesto y otra más externa de lipoproteinas y fosfolípidos, tiñendose de color rosa. Para realizar la prueba de Tinción de Gram se efectua el siguiente procedimiento: Se limpia el portaobjetos con alcohol al 70% y se deja secar, posteriormente ponemos una gota de agua destilada sobre el portaobjetos. Con el asa bacteriológica tomamos una muestra de bacteria y se pone sobre la gota de agua, se realiza un frotis, se fija pasando el portaobjetos 3 veces por el mechero. Se cubre el frotis con cristal violeta, se deja actuar por 1 minuto, se retira el exceso con agua destilada, luego se coloca lugol, dejándolo actuar por 1 minuto y se lava con agua destilada, se aplica alcohol acetona por ocho segundos y se retira con agua destilada. Por último, se pone 18 safranina, dejando actuar por 45 segundos, se lava con agua destilada y se deja secar al aire por 2 minutos. Para observar en el microscopio se pone un cubreobjetos sobre el frotis y se agrega una gota de aceite de inmersión. Se observa la coloración, Gram positivas de color morado y las Gram negativas color rosa. Diseño experimental El diseño utilizado es un cuasi experimental, ya que los tratamientos no fueron asignados de manera aleatoria, el diseño contó con cuatro tratamientos, un control y tres repeticiones para cada uno, muestreando a dos profundidades una de 0 a 15 cm y otra de 16 a 30 cm. Los T1, T2, T3 y el control están situados en la Finca Agroecológica, el tratamiento cuatro es un lote aledaño a la Finca Agroecológica, en este se realizan prácticas de agricultura convencional. Análisis Estadístico Se obtuvo los estimadores de tendencias central (media) y de dispersión (desviación estándar) para conocer la tendencia de agrupación de los datos. Se aplicó un Análisis de Varianza (ANDEVA) de doble vía con interacciones y se aplicó la prueba Duncan para separar las medias de cada factor fijo para los tratamientos y las profundidades 0 a 15 y 16 a 30. Los datos fueron procesados utilizando el programa “InfoStat®” versión 2020 y las diferencias estadísticas son reportadas con una probabilidad menor al 0.05 de significancia. 19 Resultados y Discusión Caracterización del Suelo Luego de hacer los análisis texturales a las muestras de suelos correspondiente a cada tratamiento del estudio se obtuvo información detallada de la textura en cada tratamiento, su granulometría y el contenido de materia orgánica, mostrando los resultados en el Cuadro 2. Se puede observar que en los suelos de textura Franco Arenosa y Arenoso Franco el contenido tanto de materia orgánica como de carbono orgánico es más baja, siendo comparado con el suelo de textura Franco Arcillo Arenoso. Cabe resaltar que las texturas Franco Arenosas se encuentran en los suelos de la Finca Agroecológica de Zamorano y el suelo Franco Arcillo Arenoso en el lote de agricultura convencional (Cuadro 2). Cuadro 2 Caracterización de suelo por textura y contenido de materia orgánica para cada tratamiento Granulometría % Muestra Textura Arena Limo Arcilla C.O M.O Ntotal BQ: Bosque Franco Arenoso 56 24 20 1.82 3.14 0.16 T1: Residuos de cosecha de maíz y frijol Arenoso Franco 84 8 8 1.54 2.65 0.13 T2: Residuos de cosecha y cobertura verde Franco Arenoso 66 18 16 1.35 2.33 0.12 T3: Barbecho 3 años Franco Arenoso 70 14 16 1.8 3.11 0.16 CR: Convencional Franco Arcillo Arenoso 58 20 22 2.02 3.48 0.17 Rango Medio 1.2 2 0.1 2.3 4 0.2 Nota. C.O: Carbono Orgánico. M.O: Materia Orgánica. Caracterización del Material de Cobertura Luego de aplicar la fórmula para realizar los cálculos de materia seca de la cobertura, se observó que la cantidad de materia seca de la cobertura que es incorporada al suelo es de 5.04 t/ha para el T1 y 4.41 t/ha para el T2. Una vez realizado el proceso de deshidratado para obtener la materia 20 seca, se evidenció que el contenido es más bajo en el T2, en el cual hay presencia de cobertura verde (Cuadro 3). Cuadro 3 Caracterización de materia seca incorporada por tratamiento en t/ha Material de cobertura Peso de material en materia seca (kg/m2) t/ha Residuo de cosecha de maíz y frijol (T1) 0.504 5.04 Residuo de cosecha y cobertura verde (T2) 0.441 4.41 Nota. t/ha: toneladas por hectárea Identificación de Bacterias Luego de realizar la identificación de bacterias a través microscopia clasificándolas por coloración en la tinción de Gram y morfología, se pudo inferir en el género de algunas de estas, determinando así que estaban presentes los géneros Bacillus spp y Spirillumspp y por formas se observó presencia de cocobacilos. Todas las bacterias observadas son Gram positivas y se evidenció que existe presencia de bacterias del género Bacillus spp y forma de cocobacilos en cada uno de los tratamientos del estudio, mientras que el género Spirillum spp solo se encontró en el tratamiento de agricultura convencional (Figura 2). El género de bacterias de mayor abundancia siempre fue Bacillus spp, seguido de los cocobacilos y el de menor abundancia fue el género Spirillum spp. Lo anterior coincide con lo reportado por Reinoso Pozo et al., (2006) quienes encontraron que los Gram positivos son abundantes en suelos, mientras que Julca-Otiniano et al., (2006) indica que las formas más comunes de bacterias en suelos son los cocos y los bastones pertenecientes a los Bacillus. Hernández et al., (2003) encontraron que en los suelos cultivados con maíz se encuentran frecuentemente el género Bacillus spp. Mientras que en el estudio realizado por Rocha y Torres, (2022) se evidencia que el género Bacillus spp es común e importante en los suelos. 21 Figura 2 Bacterias identificadas en los diferentes tratamientos en profundidades de 0 - 15 cm y 16 - 30 cm A: Bacillus spp, B: Spirillum spp, C: Cocobacilos Cuantificación de Bacterias Tras realizado el recuento de bacterias, se puede observar que las poblaciones son mayores en el suelo de bosque, seguido de los tratamientos realizados en la agricultura de conservación, mientras que las prácticas de agricultura convencional tienen las poblaciones más bajas. Los resultados tienen el mismo patrón de abundancia en profundidades de 0 a 15 cm y de 16 a 30 cm para todos los tratamientos, teniendo en cuenta que el número total de bacterias disminuye a mayor profundidad en cada tratamiento (Figura 3). El conteo para bacterias a la profundidad de 0 a 15 centímetros estuvo en 108 y 1011 para bacterias y para hongos 105, estos resultados se asemejan a los obtenidos por Calvo et al., 2008) en su investigación, donde obtuvieron resultados de 106 y 108 para bacterias, 104 y 105 para hongos. Los recuentos a mayor profundidad fueron menores coincidiendo con estudios anteriores donde se evidencia que a mayor profundidad las poblaciones de bacterias disminuyen (Córdova-Bautista et al., 2009; Hernández y Lizarazo, 2015). Por su parte Culchac et al., (2021) en su estudio indican que la presencia de bacterias a menor profundidad se da por la presencia de oxígeno, lo que favorece su desarrollo, en especial de bacterias nitrificantes. Alcantara et al., (2016) indican que las poblaciones microbiológicas son más altas en ambientes naturales dada la estabilidad del suelo allí a través del tiempo, permitiendo que exista mejor adaptabilidad de los microorganismos a 22 diferencia de los suelos agrícolas que a menudo están expuestos a actividbades que perturban su estabilidad. Figura 3 Recuento bacteriano de los diferentes tratamientos en diluciones de 106, 107 108 y 1010 a profundidad de 0 – 15 cm y 16 – 30 cm. En el ANDEVA realizado para las bacterias se encontró que al observar el cuadro de análisis de varianza tanto para los tratamientos, profundidad y la interacción tratamiento por profundidad presentaron diferencias significativas en cada uno de ellos. Ante estos resultados, se infiere que cada uno de los factores evaluados tuvo influencia sobre la abundancia de las poblaciones de microorganismos existentes en los suelos. Por lo cual la variación de las poblaciones microbiológicas puede tener variaciones positivas o negativas dependiendo del factor de variación que se esté analizando (Cuadro 5). Cuadro 4 Análisis de varianza para bacterias Factor de Variación SC GL CM F P-Valor Modelo 222.8193 9 24.7577 1788.4785 <0.0001 11.31 11.33 11.33 9.10 11.53 7.10 7.24 7.17 5.78 7.40 0.00 2.00 4.00 6.00 8.00 10.00 12.00 14.00 T1: Residuos de cosechande maíz y frijol T2: Residuos de cosecha y cobertura verde T3: Barbecho 3 años CR: Agricultura convencional BQ: Bosque Lo g 1 0 U FC /g d e su el o Tratamientos 01-15 cm 16-30 cm 23 Factor de Variación SC GL CM F P-Valor Tratamiento 3.8499 4 0.9625 69.5292 <0.0002 Profundidad 217.3052 1 217.3052 15697.9697 <0.0003 Tratamiento*profundidad 1.6642 4 0.416 30.055 <0.0004 Error 0.2769 20 0.0138 Total 223.0962 29 CV 1.22 R2 0.99 Nota. SC: suma de cuadrados; GL: grados de libertad; CM: coeficiente medio de contingencia; F: valor f A los datos obtenidos se les aplicó la prueba Duncan, mediante la cual se puede observar que existen diferencias significativas entre el tratamiento de agricultura convencional con los tratamientos uno, dos y tres, pertenecientes a agricultura de conservación y estos a la vez presentan diferencias significativas con el tratamiento de bosque. Aquí una vez más se logra apreciar como la media de las muestras es más abundante en el tratamiento bosque, seguido de los tratamientos dos, tres y uno, correspondientemente y con las poblaciones más bajas el tratamiento de agricultura convencional (Cuadro 6). Cuadro 5 Prueba Duncan en bacterias por tratamiento Tratamiento Medias Log10 UFC/g de suelo BQ 9.97a T1 9.71b T2 9.75b T3 9.79b CR 8.93c E. E 0.048 Nota. E.E: error estándar. a, b, c: diferencia estadísticamente diferente Los resultados de las medias por profundidad indican que existe diferencias significativas, entre ambas, entendiendo así que las poblaciones de bacterias más altas se encuentran a menor profundidad (Cuadro 7). Estos resultados coinciden con los obtenidos por Culchac et al., (2021), donde tras realizar el análisis estadístico a comunidades bacterianas en suelos, encontraron que existían diferencias estadísticas. Indicando así que la mayor abundancia microbiana se encuentra a menor profundidad. 24 Cuadro 6 Prueba Duncan en bacterias por profundidad Profundidad (cm) Medias Log10 UFC/g de suelo 0 - 15 12.3216a 16 - 30 6.9388b E. E 0.0304 Nota: E.E: error estándar. a, b: diferencia estadísticamente diferente Identificación de Hongos Se encontró que en el tratamiento bosque existe la presencia de hongos pertenecientes a los géneros Penicillium spp, Trichoderma spp, y Aspergillus spp, en los tratamientos uno, dos y tres se encontraron hongos de los géneros Penicillium spp, Trichoderma spp, Aspergillus spp, el género Cladospurium spp solo se encontró en el tratamiento dos. Por su parte en el tratamiento de agricultura convencional se encontraron hongos de los géneros Trichoderma spp y Aspergillus spp (Figura 4). Algunos de estos géneros encontrados coinciden con los reportados por Tanya y Leiva, (2019), los cuales fueron Penicillium spp, Trichoderma spp, y Aspergillus spp, resaltando que estos poseen una ventaja competitiva para poder desarrollarse en ambientes de condiciones limitadas. Por su parte Rocha y Torres, (2022) reportaron los mismos géneros en suelos donde se realizan prácticas agroecológicas y convencionales. Los autores indican que el género Penicillium spp y Aspergillus spp se encontró en mayor proporción en agricultura convencional en comparación a la producción agroecológica, sustentando así que este hongo tiene la capacidad de crecer en diferentes tipos de suelos. 25 Figura 4 Hongos identificados en los diferentes tratamientos A: Penicillium spp, B: Aspergillus spp, C: Trichoderma spp, D: Cladosporium spp. Cuantificación de Hongos Tras realizar el conteo de colonias de hongos en la profundidad de 0 - 15 cm, se pudo observar que las poblaciones son más altas en el bosque, seguido de los T1 y T3, correspondientes a agricultura de conservación y barbecho, luego se encuentra el T2 de agricultura de conservación y por último el CR donde se realizan prácticas de agricultura convencional. En la cuantificación e identificación de los hongos a la profundidad de 16 - 30 cm encontró que las poblaciones siguen siendo más altas en el bosque, seguido de los T2 y T1 correspondientes a agricultura de conservación. Luego se encuentra el T3 y por último el CR donde se realizan prácticas de agricultura convencional (Figura 5). 26 Figura 5 Recuento de hongos de los diferentes tratamientos en una dilución de 10 5 en profundidad de 0 - 15 cm y 16 - 30 cm La variación en las poblaciones por tratamiento puede ser atribuida al uso de suelo, como lo menciona Pacasa et al., (2017) en su estudio, donde indica que las poblaciones varían en los suelos dependiendo de su uso. El autor indica que la producción agrícola genera alteraciones en suelos, perturbando el correcto desarrollo de microorganismos, especialmente hongos. Se puede ver que las poblaciones en el suelo de bosque son altas, ante lo cual estudios anteriores indica que cuando el suelo se encuentra con una cobertura natural, como el bosque, las poblaciones microbiológicas son abundantes dado que aquí se encuentran en un ambiente apto, sin perturbaciones, con disponibilidad de sustratos de carbono y otros compuestos como ácidos orgánicos y azucares que sirven como alimento para poder desarrollarse (Broeckling et al., 2008). Los suelos cultivados con prácticas de agricultura de conservación presentan concentraciones inferiores pero cercanas a las encontradas en bosques, evidenciando que ayudan en la conservación de la biodiversidad y ambientes saludables (Gonzalvez Pérez, 2017). La profundidad es otro factor que influye en el desarrollo microbiano, la mayor abundancia se encuentra en la rizosfera, estando allí las mejores condiciones para su desarrollo 5.12 4.99 5.00 4.68 5.15 4.81 4.86 4.73 4.62 5.05 4.30 4.40 4.50 4.60 4.70 4.80 4.90 5.00 5.10 5.20 T1: Residuos de cosechande maíz y frijol T2: Residuos de cosecha y cobertura verde T3: Barbecho 3 años CR: Agricultura convencional BQ: Bosque Lo g 1 0 C o lo n ia s/ g d e su el o Axis Title 0-15 cm 16-30 cm 27 de manera activa y en equilibrio (Pedraza et al., 2010). De igual manera Chindoy Lizarazo, (2018) en su investigación reportaron que a mayor profundidad las poblaciones de hongos disminuían y en algunos casos no se encontraban poblaciones. El contenido de materia orgánica en un suelo es indicador de su calidad tanto para sus funciones agrícolas como ambientales (Cantú Silva y Yañez Díaz, 2018). Esto no garantiza que existirá una población abundante microbiológica, ya que en este estudio el lote con mayor contenido de materia orgánica presentó la menor abundancia tanto de hongo como de bacterias. Esto se relaciona con lo reportado por Acuña et al. (2006), donde obtuvieron resultados similares y se dijo que existía una baja actividad microbiana en relación con el contenido de materia orgánica en el suelo, mientras que Chirinos et al., (2013) reportan la observación de una correlación negativa entre el contenido de materia orgánica y el microbiológico, comprendiendo así que las poblaciones microbiológicas abundantes en un ecosistema son dependientes principalmente de las actividades realizadas que de las diferentes propiedades del suelo. Tras realizar el ANDEVA se observó que tanto en los tratamientos por si solos como en la profundidad existió diferencia significativa en la variable dependiente, obteniendo un valor P < 0.05, indicando que las poblaciones de hongos son diferentes en al menos dos tratamientos y dos profundidades. Mientras que para la interacción tratamiento por profundidad no existió diferencia significativa ya que el valor P > 0.05, indicando que esta relación no tiene influencia en las poblaciones de hongos (Cuadro 8). Cuadro 7 Análisis de varianza en poblaciones de hongos Factor de Variación SC GL CM F P-Valor Modelo 0.93 9 0.1 7.79 0.0001 Tratamiento 0.63 4 0.16 11.97 0.0001 Profundidad 0.16 1 0.16 12.42 0.0021 Tratamiento *profundidad 0.13 4 0.03 2.44 0.0804 Error 0.27 20 0.01 Total 1.19 29 28 CV 2.35 R2 0.78 Nota: SC: suma de cuadrados. GL: grados de libertad. CM: coeficiente medio de contingencia. F: valor f. Se realizó una prueba Duncan, ordenando resultados de manera descendente, como resultados se obtuvo que en tratamiento de agricultura convencional es estadísticamente diferente de los tratamientos de agricultura de conservación y de bosque. Los tratamientos de agricultura de conservación no tienen diferencia estadística entre ellos, mientras que el T1 no tiene diferencia significativa con el bosque, pero los T2 y T3 si tienen diferencia con el tratamiento bosque (control). Esto quiere decir que el tratamiento donde se encuentran las mejores poblaciones de hongos son el tratamiento bosque o control y T1, seguido de los T2 y T3, mientras que las poblaciones más bajas se encuentran en el tratamiento de agricultura convencional (Cuadro 9). Cuadro 8 Prueba Duncan para hongos por tratamiento Tratamiento Medias Log10 Colonias/g de suelo BQ 5.1a T1 4.97ab T2 4.93b T3 4.86b CR 4.65c E.E 0.05 Nota: E.E: error estándar. a, b, c: diferencia estadísticamente diferente En cuanto a las poblaciones de hongos en relación con la profundidad se encontró en las medias que, si hay diferencias estadísticas entre las poblaciones existentes, encontrando mayor población en la profundidad 0 - 15 cm en comparación con la profundidad 16 - 30 cm. Las poblaciones de hongos se encuentran principalmente a menor profundidad, ya que encuentran mejores condiciones para su desarrollo (Cuadro 10). Estas poblaciones se reducen a mayor profundidad ya que se reduce la disponibilidad de alimentos (Paul, 2007 citado por Pacasa et al., 2017). 29 Cuadro 9 Prueba Duncan en poblaciones de hongos por profundidad Profundidad Medias Log10 Colonias/g de suelo 0 - 15 4.98a 16 - 30 4.83b E.E 0.03 Nota. E.E: error estándar. a, b: diferencia estadísticamente diferente con una probabilidad de <0.05 30 Conclusiones Después de la cuantificación de hongos y bacterias en los diferentes tratamientos, se evidencia que las prácticas agrícolas tienen impactos sobre estas poblaciones microbiológicas. El tratamiento control, el cual se encuentra libre de perturbaciones de origen antrópicas, presentó mayor abundancia de hongos y bacterias respecto a los demás tratamientos. En el estudio, tras la identificación de hongos y bacterias en los diferentes tratamientos fue común encontrar la presencia de microorganismos pertenecientes a los mismos géneros, siendo indiferente el tratamiento aplicado. Por lo cual, la presencia de estos organismos puede ser atribuida a las condiciones agroambientales que predominan en el área de estudio. Los resultados obtenidos en la cuantificación de hongos y bacterias revelan una clara diferencia entre las poblaciones de los diferentes tratamientos evaluados, el tratamiento de agricultura convencional mostró los resultados más bajos. Lo anterior sugiere que las prácticas de agricultura convencional tienen efectos negativos sobre las poblaciones microbiológicas en comparación con los demás tratamientos. Mientras que la incorporación de rastrojo en la agricultura de conservación proporciona buenas condiciones para la actividad microbiana Al interpretar los resultados obtenidos de análisis de materia orgánica en los suelos y relacionando estos con las poblaciones microbiológicas existentes en cada uno de ellos, se encontró que no existe una relación positiva entre estos. Esto debido a que el suelo con mayor contenido de materia orgánica presentó las concentraciones microbiológicas más bajas, por lo que se puede asociar que actividad de poblaciones microbianas es dependientes de las prácticas agrícolas realizadas. Donde los tratamientos de agricultura de conservación proporcionan condiciones similares a las del tratamiento control para el buen desarrollo de los microorganismos. Mientras que el tratamiento de agricultura convencional genera grandes perturbaciones, afectando las condiciones para la actividad microbiana. 31 Recomendaciones Para estudios posteriores, en cuanto al trabajo, en campo se recomienda incluir muestreo de suelos en época húmeda, el cual permita comparar el desarrollo de las poblaciones microbiológicas con las obtenidas en época seca y así determinar la influencia del contenido de humedad en el desarrollo microbiano. Con respecto al trabajo en laboratorio para la identificación de hongos y bacterias, utilizar pruebas de biología molecular, que a través de reactivos permita obtener secuencias de ADN propias de algunas especies, logrando conocer así de manera específica los hongos y bacterias encontrados. Para conocer la biomasa total de microorganismos presentes en suelos bajo diferentes tratamientos, se recomienda realizar la prueba de respiración inducida por sustrato, ya que en este proceso la cantidad de CO2 está directamente relacionado con la actividad microbiana, permitiendo así estimar la población total microbiana. 32 Referencias Acevedo, I., Sánchez, A. y Mendoza, B. (2021). Evaluación del nivel de degradación del suelo en dos sistemas productivos en la depresión de quíbor. II. Calidad del suelo. Bioagro, 33(2), 127–134. https://dialnet.unirioja.es/servlet/articulo?codigo=7904321 Acuña, O., Peña, W., Serrano, E., Pocasangre, L., Rosales, F., Delgado, E., Trejos Javier y Segura, A. (2006). La importancia de los micoorganismos en la calidad y salud de suelos. https://www.uv.mx/personal/tcarmona/files/2010/08/Acu%C3%83%C2%B1a-et-al-2006.pdf Alcantara Aguila, E., Marrero Pérez, Y., Hernández Arboláez, H. P. y Ruiz Gonzáles, Y. (2016). Efecto del uso del suelo sobre la calidad en áreas de la finca "Baños de Marrero. Centro Agrícola, 43(2). http://scielo.sld.cu/pdf/cag/v43n2/cag02216.pdf Alvarez, V. E., Cardozo, A. G., El Mujtar, V. A. y Tittonell, P. (2018). El universo escondido bajo nuestros pies: la importancia de conocer y preservar los organismos del suelo. 0326-7040. https://ri.conicet.gov.ar/handle/11336/102194 Bou, G., Fernández-Olmos, A., García, C., Sáez-Nieto, J. A. y Valdezate, S. (2011). Métodos de identificación bacteriana en el laboratorio de microbiología [Bacterial identification methods in the microbiology laboratory]. Enfermedades Infecciosas y Microbiología Clínica, 29(8), 601– 608. https://doi.org/10.1016/j.eimc.2011.03.012 Broeckling, C. D., Broz, A. K., Bergelson, J., Manter, D. K. y Vivanco, J. M. (2008). Root exudates regulate soil fungal community composition and diversity. Applied and Environmental Microbiology, 74(3), 738–744. https://doi.org/10.1128/AEM.02188-07 Calvo Vélez, P., Reymundo Meneses, L. y Zuñiga Dávila, D. (2008). Estudio de las poblaciones microbianas de la rizosfera del cultivo de papa en zonas altoandinas. Ecología Aplicada, 7(1- 2). http://www.scielo.org.pe/pdf/ecol/v7n1-2/a17v7n1-2.pdf Cantú Silva, I. y Yañez Díaz, M. I. (2018). Efecto del cambio de uso de suelo en el contenido del carbono orgánico y nitrógeno del suelo. Revista Mexicana De Ciencias Forestales, 9(45). https://doi.org/10.29298/rmcf.v9i45.138 Chindoy Lizarazo, E. R. (2018). Caracterización de la actividad fungica y bacteriana sobre los suelos… [Tesis de pregrado]. Univerdidad de los Llanos, Colombia. https://repositorio.unillanos.edu.co/bitstream/handle/001/1371/Caracterizaci%C3%B3n%2 0de%20la%20acatividad%20Fungica%20y%20Bacteriana%20Sobre%20los%20Suelos…pdf?se quence=1&isAllowed=y Chirinos, E., Campos Yris y Mogollon, P. (2013). Relación entre la materia orgánica y las propiedades biológicasde un suelo de la llanura de Coro, bajo los efectos de enmiendas orgánicas. https://www.academia.edu/6582104/RELACI%C3%93N_ENTRE_LA_MAT%C3%89RIA_ORG% C3%81NICA_Y_LAS_PROPIEDADES_BIOL%C3%93GICAS_DE_UN_SUELO_DE_LA_LLANURA_D E_CORO_BAJO_LOS_EFECTOS_DE_ENMIENDAS_ORG%C3%81NICAS Córdova-Bautista, Y., Rivera-Cruz, M. C., Ferrera-Cerrato, R., Obrador-Olán, J. J. y Córdova-Ávalos, V. (2009). Detección de bacterias benéficas en suelo con banano (Musa AAA Simmonds) cultivar 'Gran enano' y su potencial para integrar un biofertilizante. Universidad Y Ciencia, 25(3). https://www.scielo.org.mx/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0186-29792009000300007 33 Culchac Cuaran, L. Y., Estrada Marcillo, J. S. y Ordóñez Jurado, H. R. (2021). Cuantificación de bacterias nitrificantes en un suelo Typic melanudands en tres condiciones de uso de suelo en Pasto, Nariño, Colombia. Ciencia y Tecnología Agropecuaria, 22(2), 1424. https://doi.org/10.21930/rcta.vol22_num2_art:1424 Curimilma Ojeda, S. I. (2020). Análisis hidrologico para la recolección y almacenamiento de agua lluvia en la finca Agroecológica de Zamorano, Honduras [Tesis de pregrado]. EAP ZAMORANO, Honduras. https://bdigital.zamorano.edu/server/api/core/bitstreams/e49f6c2e-eae6-491d- 988a-926fa41da15d/content González García, H., Fernández González, A., Pineda, M., Escalante, H., Rodríguez Yzquierdo, G. A. y Soto Bracho, A. (2021). Microbiota edáfica en lotes de plátano con vigor y contraste y su relación con propiedades del suelo. Bioagro, 33(2), 143–148. https://dialnet.unirioja.es/servlet/articulo?codigo=7904323 Gonzalvez Pérez, V. (2017). Evidencias agroecológicas para la agricultura del futuro [Tesis]. Miguel Hernández. http://dspace.umh.es/bitstream/11000/4481/1/TD%20Gonzalvez%20P%C3%A9rez%2c%20 Victoriano.pdf Hernández, Annia, Caballero, Alberto, Pazos, Mabel, Ramírez, Rolando, Heydrich y Mayra (2003). Dentificación de algunos géneros microbianos asociados al cultivo del maíz (Zea mays L.) en diferentes suelos de Cuba. Revista Colombaiana De Biotecnología, 5(1), 45–55. https://www.redalyc.org/pdf/776/77650106.pdf Hernández, D. R. y Lizarazo, L. M. (2015). Bacterias heterotrófas y oligitróficas en zonas conservadas e intervenidas del páramo de la Cortadera, Boyacá, Colombia, 18(2), 475–483. http://www.scielo.org.co/scielo.php?pid=S0123-42262015000200021&script=sci_arttext Julca-Otiniano, A., Meneses-Florián, L., Blas-Sevillano, R. y Bello-Amez, S. (2006). La materia orgánica, importancia y experiencias de su uso en la agricultura. Idesia (Arica), 24(1). https://doi.org/10.4067/S0718-34292006000100009 Martínez, L., Vallone, R. y Pino, M. M. (2018). Variación temporal de los indicadores microbiologicos y quimicos de suelo árido regadío incubado con abonos orgánicos, 44(2), 39–47. http://www.scielo.org.ar/pdf/ria/v44n2/v44n2a07.pdf Morales, M. E., Iocoli, G. A., Villamil, M. B. y Zabaloy, M. C. (2021). Efecto de los cultivos de cobertura invernales sobre el microbioma del suelo: revisión sistemática de la literatura [Effect of winter cover crops on the soil microbiome: a systematic literature review]. Revista Argentina de microbiologia, 54(1), 57–70. https://doi.org/10.1016/j.ram.2021.02.008 Nadal Rocamora, I. (2016). Alteraciones fisiológicas, metabólicas y de la composición de las poblaciones bacterianas de la microbiota de un suelo agrícola tras la aplicación de residuos orgánicos urbanos [Tesis doctoral]. Univerisdad Complutence de Madrid, Madrid. https://eprints.ucm.es/id/eprint/36128/1/T36922.pdf Organización de las naciones unidas para la agricultura y la alimentación (2015). El suelo es un recurso no renovable. https://www.fao.org/3/i4373s/i4373s.pdf Organización de las Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación (FAO). (2022a). Definiciones clave. https://www.fao.org/soils-portal/about/definiciones/es/ 34 Organización de las Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación (FAO). (2022b). Noticias: La agroecología puede ayudar a mejorar la producción mundial de alimentos. https://www.fao.org/news/story/es/item/1113675/icode/ Pacasa Quisbert, F., Loza Murguia, M. G., Bonifacio Flores, A., Vino Nina, L. y Serrano Canaviri, T. (2017). Comunidad de hongos filamentosos en suelos del agroecosistema de K'iphak'iphani, comunidad Choquenaira-Viacha. Journal of the Selva Andina Research Society, 8(1). http://www.scielo.org.bo/pdf/jsars/v8n1/v8n1_a02.pdf Pedraza, R., Teixeira, K., Fernández Scavino, A., García de Salamone, I., Baca, B. E., Azcón, R., Baldani, V. y Bonilla, R. (2010). Microorganismos que mejoran el crecimiento de las plantas y la calidad de los suelos. Revisión. Corpoica, 11(2), 155 a 164. https://www.redalyc.org/pdf/4499/449945029007.pdf Quintero García, B. S. (2021). Estudio de la microbiota fungica asociada a suelos de bosques nativos y plantaciones forestales usando técnicas independientes de cultivo en la provincia de Chimborazo [Tesis de pregrado, Escuela Superior Politécnica de Chimborazo, Ecuador]. dspace.espoch.edu.ec. http://dspace.espoch.edu.ec/handle/123456789/15939 Reinoso Pozo, Y., Casadesús Romero, L., García Suárez, A., Gutiérrez Pérez, J. y Álvarez-Rivera, V. P. (2006). Aislamiento, selección e identificación de bacterias del género bacillus actagonistas de Pectobacterium Carotovorum, 10(3), 187–191. https://www.redalyc.org/pdf/2091/209116108001.pdf Rocha Matus, A. B. y Torres Martínez, A. A. (2022). Microbiología funcional en 10 agroecosistemas con diferentes órdenes de suelo y manejados con enfocques de producción agroecológico y convencional, Nicaragua 2021 [Tesis de pregrado]. Universidad Nacional Agraria, Managua, Nicaragua. https://repositorio.una.edu.ni/4485/1/tnp34r672.pdf Sánchez, M., Prager M, M., Naranjo, R. y Sanclemente, O. (2012). El suelo, su metabolismo, ciclaje de nutrientes y prácticas agroecológicas. Agroecología, 7(1), 19–34. https://revistas.um.es/agroecologia/article/view/170971 Tanya Morocho, M. y Leiva Mora, M. (2019). Microorganismos eficientes, propiedades funcionales y aplicaciones agrícolas. Ciencia Ergo Sum, 46(2). http://scielo.sld.cu/pdf/cag/v46n2/0253- 5785-cag-46-02-93.pdf Tothill, J., Hargreaves, J., Jones, R. y McDonald, C. K. (1978). BOTANAL A comprehensive sampling procedure for estimating pasture yield and composition I Field sampling. https://www.researchgate.net/profile/Cam- Mcdonald/publication/303169091_BOTANAL_A_comprehensive_sampling_procedure_for_ estimating_pasture_yield_and_composition_I_Field_sampling/links/5a3a12f4458515889d2 bd450/BOTANAL-A-comprehensive-sampling-procedure-for-estimating-pasture-yield-and- composition-I-Field-sampling.pdf